用于治疗组织坏死或改善心脏功能的药物
阅读说明：本技术 用于治疗组织坏死或改善心脏功能的药物 (Medicine for treating tissue necrosis or improving cardiac function ) 是由 孙宁 高翔 崔白苹 郑煜凡 钱进 于 2018-08-10 设计创作，主要内容包括：本发明涉及用于由于缺血和缺氧引起的组织坏死的药物,该药物含有来自非人动物,尤其是禽类和非人哺乳动物的羊水和/或其提取物和任选的药学上可接受的载体。本发明的药物组合物能促进细胞的生长,提高心肌梗塞后的心脏功能。(The present invention relates to a medicament for tissue necrosis due to ischemia and hypoxia, which comprises amniotic fluid and/or an extract thereof derived from a non-human animal, particularly an avian and a non-human mammal, and optionally a pharmaceutically acceptable carrier. The pharmaceutical composition of the invention can promote the growth of cells and improve the cardiac function after myocardial infarction.)
技术领域
本发明涉及用于治疗组织坏死或改善心脏功能的治疗药物。
背景技术
通常，由于缺血导致缺氧，结果导致局部组织、细胞新陈代谢停止，其功能完全丧失，细胞可出现核浓缩、核碎裂及核溶解等变化而死亡，结果导致组织坏死。
心肌梗塞是由于缺血缺氧导致的组织坏死的例子之一，指在冠状动脉病变的基础上，冠状动脉的血液中断，使相应的心肌出现严重而持久的急性缺血，最终导致急性、持续性缺血、缺氧(冠状动脉功能不全)所引起的心肌坏死。
发生急性心肌梗塞的病人，在临床上常有持久的胸骨后剧烈疼痛、发热、白细胞计数增高、血清心肌酶升高以及心电图反映心肌急性损伤、缺血和坏死的一系列特征性演变，并可出现心律失常、休克和心力衰竭，属冠心病的严重类型，可并发心律失常、休克或心力衰竭等合并症，常会危及生命。
发明内容
本发明提供一种药物组合物，该药物组合物含有：
非人动物的羊水和/或其提取物，和
任选的药学上可接受的载体；
其中，所述羊水来自胚龄为5-12天的鸡蛋，优选胚龄为6-11天的鸡蛋，更优选胚龄为7-9天的鸡蛋，更优选胚龄为7-8天的鸡蛋，或者来自发育时期与所述胚龄的鸡蛋所处的发育时期相对应的鸡以外的其它禽类的蛋；或来自胎龄为8-14天的啮齿类动物的胚胎，或来自发育时期与胎龄为8-14天的啮齿类动物的发育时期相对应的啮齿类动物以外的其它非人哺乳动物的胚胎。
在一个或多个实施方案中，所述药物组合物为-60℃以下冷冻保存羊水和/或其提取物，或为所述羊水和/或其提取物的冻干试剂。
在一个或多个实施方案中，所述药物组合物为输注液。
在一个或多个实施方案中，所述药物组合物含有等渗的生理盐水、注射用水或葡萄糖注射液。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为5-20天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为6-15天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述羊水来自胚龄为7天的鸡蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为鸭蛋、鹅蛋或其组合。
本发明还提供羊水和/或其提取物在制备治疗缺血和缺氧引起的组织坏死的药物中的应用，其中，所述羊水来自胚龄为5-12天的鸡蛋，优选胚龄为6-11天的鸡蛋，更优选胚龄为7-9天的鸡蛋，更优选胚龄为7-8天的鸡蛋，或者来自发育时期与所述胚龄的鸡蛋所处的发育时期相对应的鸡以外的其它禽类的蛋；或来自胎龄为8-14天的啮齿类动物的胚胎，或来自发育时期与胎龄为8-14天的啮齿类动物的发育时期相对应的啮齿类动物以外的其它非人哺乳动物的胚胎。
在一个或多个实施方案中，所述组织坏死是心肌缺血坏死。
在一个或多个实施方案中，所述组织坏死是心肌梗塞。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为5-20天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为6-15天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述羊水来自胚龄为7天的鸡蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为鸭蛋、鹅蛋或其组合。
本发明还提供羊水和/或其提取物在制备改善心脏功能的药物中的应用，其中，所述羊水来自胚龄为5-12天的鸡蛋，优选胚龄为6-11天的鸡蛋，更优选胚龄为7-9天的鸡蛋，更优选胚龄为7-8天的鸡蛋，或者来自发育时期与所述胚龄的鸡蛋所处的发育时期相对应的鸡以外的其它禽类的蛋；或来自胎龄为8-14天的啮齿类动物的胚胎，或来自发育时期与胎龄为8-14天的啮齿类动物的发育时期相对应的啮齿类动物以外的其它非人哺乳动物的胚胎。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为5-20天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为6-15天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述羊水来自胚龄为7天的鸡蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为鸭蛋、鹅蛋或其组合。
在一个或多个实施方案中，所述药物用于改善心力衰竭，尤其是老年性心功能减退或心功能不全。
本发明还提供一种治疗缺血和缺氧引起的组织坏死的方法，所述方法包括给予需要的对象治疗有效量的羊水和/或其提取物，其中，所述羊水来自胚龄为5-12天的鸡蛋，优选胚龄为6-11天的鸡蛋，更优选胚龄为7-9天的鸡蛋，更优选胚龄为7-8天的鸡蛋，或者来自发育时期与所述胚龄的鸡蛋所处的发育时期相对应的鸡以外的其它禽类的蛋；或来自胎龄为8-14天的啮齿类动物的胚胎，或来自发育时期与胎龄为8-14天的啮齿类动物的发育时期相对应的啮齿类动物以外的其它非人哺乳动物的胚胎。
在一个或多个实施方案中，所述方法包括静脉注射含所述羊水和/或其提取物的药物制剂，或输注含所述羊水和/或其提取物的药物制剂。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为5-20天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为6-15天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述羊水来自胚龄为7天的鸡蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为鸭蛋、鹅蛋或其组合。
本发明还提供一种改善心脏功能的方法，所述方法包括给予需要的对象治疗有效量的羊水和/或其提取物，其中，所述羊水来自胚龄为5-12天的鸡蛋，优选胚龄为6-11天的鸡蛋，更优选胚龄为7-9天的鸡蛋，更优选胚龄为7-8天的鸡蛋，或者来自发育时期与所述胚龄的鸡蛋所处的发育时期相对应的鸡以外的其它禽类的蛋；或来自胎龄为8-14天的啮齿类动物的胚胎，或来自发育时期与胎龄为8-14天的啮齿类动物的发育时期相对应的啮齿类动物以外的其它非人哺乳动物的胚胎。
在一个或多个实施方案中，所述方法包括静脉注射含所述羊水和/或其提取物的药物制剂，或输注含所述羊水和/或其提取物的药物制剂。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为5-20天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为胚龄为6-15天的禽蛋。
在一个或多个实施方案中，所述羊水来自胚龄为7天的鸡蛋。
在一个或多个实施方案中，所述其它禽类的蛋为鸭蛋、鹅蛋或其组合。
在一个或多个实施方案中，所述改善心脏功能的方法为改善心力衰竭的方法，尤其是改善老年性心功能减退或心功能不全的方法。
附图说明
图1：心肌梗塞小鼠的射血分数。通过心脏超声可以测算出小鼠的射血分数和左心室短轴缩短率。从图中可以看出羊水(EE)的治疗显著地提升了心肌梗塞小鼠的射血分数，心功能明显改善。
图2：心肌梗塞小鼠的左心室短轴缩短率。通过心脏超声可以测算出小鼠的射血分数和左心室短轴缩短率。从图中可以看出羊水(EE)的治疗显著地提升了心梗小鼠的左心室短轴缩短率，心功能明显改善。
图3：心肌梗塞小鼠心脏的马松三色染色。从图中可以看到心梗小鼠有严重的纤维化，左心室壁显著变薄。而羊水(EE)治疗后，左心室壁变薄不明显，纤维化显著减少。
图4：心肌梗塞小鼠心脏的免疫荧光染色(PH3，cTnT，DAPI)。
图5：心肌梗塞小鼠心脏的免疫荧光染色(AuroraB，cTnT，DAPI)。从图中可以看到治疗组小鼠心脏的PH3阳性和AuroraB阳性细胞显著增加，说明EE治疗显著地引发了心梗小鼠的心脏再生。
图6：心肌梗塞小鼠心脏纤维化面积在羊水(EE)治疗后比未治疗组(NS)明显减小。
图7：胚龄为7天的鸡蛋的羊水的HPLC检测结果。
图8：胚龄为11天的鸡蛋的羊水的HPLC检测结果。
图9：胚龄为13天的鸡蛋的羊水的HPLC检测结果。
图10：不同胚龄的鸡蛋羊水的抗自由基能力。横坐标表示胚龄，纵坐标表示清除率。
图11：鸡胚胎成纤维细胞在不同培养条件下的生长曲线，鸡蛋的羊水能促进细胞生长。
图12：来自鸡蛋的羊水对对人脐静脉内皮细胞(HUVEC)的生长活力和迁移能力的影响。横坐标表示培养基，纵坐标表示OD450值。
图13：来自鸭蛋的羊水对鸡胚胎成纤维细胞的生长活力和迁移能力的影响。横坐标表示培养基，纵坐标表示OD450值。
图14：凝胶柱GE HiLoad 16/600 Superdex75pg分离色谱图。
图15：细胞活力检测凝胶柱GE HiLoad 16/600 Superdex75pg分离馏分。横坐标表示培养基，其中，FBS表示胎牛血清；DMEM为Dulbecco's Modified Eagle Medium；EE表示羊水；“EE”表示冻干羊水；S-200B表示B峰的馏分；Q UNBOUND表示阴离子柱未结合馏分；3-1到3-6分别表示第三步纯化中等体积的馏分1-6。
图16：细胞活力检测阳离子交换柱GE HiPrep SP和阴离子交换柱HiPrep Q分离得到的未结合馏分。横坐标表示培养基，其中，FBS表示胎牛血清；DMEM为Dulbecco'sModified Eagle Medium；EE表示羊水；“EE”表示冻干羊水；Hiprep SP-UN表示未结合Hiprep SP柱的馏分；Hiprep Q-UN表示未结合Hiprep Q柱的馏分；Hiprep Q-Bound表示结合Hiprep Q柱的馏分。
图17：来自鸡蛋的羊水促进原代心肌细胞的生长。其中，横坐标表示培养基，纵坐标表示OD450值。
具体实施方式
应理解，在本发明范围中，本发明的上述各技术特征和在下文(如实施例)中具体描述的各技术特征之间都可以互相组合，从而构成优选的技术方案。
本文中，羊水可来自禽蛋和非人哺乳动物。禽蛋指禽类的蛋。优选的禽类为家禽，如鸡、鸭和鹅。优选的是，本发明使用胚龄在5-20天、优选6-15天的禽蛋。应理解，不同禽蛋，合适的胚龄未必相同。例如，当使用鸡蛋时，优选使用胚龄为5-12天的鸡蛋，更优选使用胚龄为6-11天的鸡蛋，更优选使用胚龄为7-9天的鸡蛋、更优选使用胚龄为7-8天的鸡蛋。当使用其它禽类的蛋时，可使用其发育时期与上述胚龄的鸡蛋所处的发育时期相对应的蛋。例如，当使用鸭蛋时，胚龄为8-10天、尤其是8-9天的鸭蛋可能是最好的。
可采用常规的方法获得禽蛋羊水。例如，可敲击相应胚龄的蛋的钝端，使蛋壳碎裂，将蛋壳剥开形成一个直径约为2厘米的口子。然后用镊子小心撕开壳膜和卵黄膜，注意不要破坏羊膜。将包裹着胚胎的羊膜和相连组织从壳中倾倒至培养皿中，用注射器刺入羊膜抽取羊水，直至羊膜紧贴胚胎，由此即可获得用于本发明的羊水。
本文中，羊水还可来自非人哺乳动物，尤其是啮齿类动物，如来自小鼠。其它非人哺乳动物可以是常见的家畜，例如牛、羊、狗、猫、猪等。在某些实施方案中，羊水来自胎龄为8-14天的啮齿类动物的胚胎，或来自其发育时期与胎龄为8-14天的啮齿类动物所处的发育时期相对应的非人哺乳动物的胚胎。可采用常规的方法获得羊水。例如，用手术剪剪开怀孕8-14天的小鼠腹腔，小心取出并剪开子宫，用注射器刺入羊膜抽取羊水，直至羊膜紧贴胚胎，由此即可获得用于本发明的羊水。
应理解，必要时，可对羊水进行离心，以分离出可能含有的杂质，例如卵黄等，尽可能获得纯的羊水。离心后获得的上清液即为用于本发明的羊水。应理解的是，获取羊水的所有步骤都需在无菌条件下进行；另外，本文所示的“羊水”应指“纯”的羊水，即分离自禽蛋或非人哺乳动物胚胎的不含有禽蛋内或非人哺乳动物胚胎内其它成分、且也未被外源物质污染的羊水。纯的羊水可储存于-60℃以下的冰箱中，解冻后再使用。
在某些实施方案中，本发明使用羊水的提取物。优选地，该提取物在pH5.8-8.0之间不和离子交换柱子结合，且其所含成分的分子量在500-1200道尔顿范围内。可从羊水中分离出分子量为500-1200道尔顿的中性馏分，由此获得所述提取物。可采用本领域周知的凝胶柱和离子交换柱来实施本文的方法。例如，可使用周知的凝胶层析柱(如下文所述的各种凝胶层析柱)从羊水中分离出分子量为500-1200道尔顿的馏分，然后使用离子交换方法(如使用下文所述的离子交换柱)从该馏分中分离出中性馏分。或者，也可先用离子交换方法(如使用下文所述的离子交换柱)从羊水中分离出中性馏分，然后再使用凝胶层析柱(如下文所述的各种凝胶层析柱)分离出该中性馏分中分子量在500-1200道尔顿范围内的馏分。
在某些实施方案中，可先从羊水中分离得到分子量在500-2000道尔顿的中性馏分，然后再从中分离得到分子量在500-1200道尔顿范围内的馏分。具体而言，该方法可包括以下步骤：
(1)从羊水中分离得到分子量为500-2000道尔顿的中性馏分；和
(2)从该分子量为500-2000道尔顿的中性馏分中分离得到分子量为500-1200道尔顿的中性馏分。
步骤(1)可通过使用凝胶层析和离子交换方法来实现。通过凝胶层析柱分离出羊水中分子量在500-2000道尔顿的成分，而通过离子交换可获得不带电荷(中性)的馏分。
本文中，可采用各种市售的凝胶层析柱来实施凝胶层析，这类凝胶层析柱包括但不限于GE公司的SephacrylS-100、SephacrylS-200、SephacrylS-300、Sephacryl S-400、Superose 12、Superose 6、Superdex 12和Superdex 6等。应理解，也可使用分离范围为500-10000道尔顿的其它任意凝胶层析填料。通常，在使用凝胶层析柱时，可先用ddH2O平衡凝胶层析柱，流速可根据实际情况确定。例如，在某些实施方案中，流速可以是0.5-50ml/min，如1ml/min。通常，紫外吸收在200-300nm之间，如280nm。待紫外吸收曲线平稳，回归基线后，结束平衡。平衡结束后，可上样。上样流速根据实际制备情况确定。上样结束后，可用脱气ddH2O洗脱粗品，收集分子量在500-2000道尔顿之间的馏分。需要时，可重复凝胶层析的分离数次，混合每一次分离时相同出峰时间的馏分。
本文中，可采用本领域周知的方法将带电荷的成分与不带电荷的成分分离。例如，可使用离子交换方法实现。阴离子交换和阳离子交换都可用于本发明方法中。在某些实施方案中，本文采用阴离子交换法。可使用市售的阴离子交换柱，包括但不限于GE公司的DEAESepharose、ANX Sepharose、Q Sepharose、Capto DEAE、Capto Q、Mono Q和Mini Q等。应理解，也可使用其它品牌的阴离子交换填料。或者，也可使用市售的阳离子交换柱，包括但不限于CM Sepharose、SP Sepharose、Capto S、Mono S和Mini S等。
通常，在实施离子交换时，先用缓冲液平衡离子交换柱。缓冲液可以是本领域常规的缓冲液，例如可使用磷酸盐缓冲液，尤其是磷酸钠缓冲液。缓冲液的pH可根据所使用的离子交换柱确定。例如，使用阴离子交换柱时，可使用pH为7.5～8.5、优选7.5～8.0的缓冲液平衡阴离子交换柱；使用阳离子交换柱时，可使用pH为5.8～7.0、优选5.8～6.5的缓冲液平衡阳离子交换柱。在某些实施方案中，该磷酸钠缓冲液含有Na2HPO4和NaH2PO4，pH为约5.8或8.0。本发明优选使用阴离子交换柱进行分离。流速可根据实际情况确定。例如，在某些实施方案中，流速可以是0.5-50ml/min，如1ml/min。通常，待280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线后，结束平衡。平衡结束后，可上样，收集流出部分(即未与柱结合的部分)。上样流速根据实际制备情况确定。
步骤(1)中，可先进行凝胶层析，分离出分子量在500-2000道尔顿的馏分，然后再进行离子交换，分离出中性馏分；或者，也可以先进行离子交换，分离出羊水中的中性馏分，然后再通过凝胶层析将中性馏分中分子量在500-2000道尔顿范围内的活性成分分离出来，获得分子量在500-2000道尔顿之间的中性馏分。
步骤(2)中的主要目的是进一步对步骤(1)获得的中性馏分进行分离，获得分子量大小在500-1200道尔顿范围内的活性成分。本文中，可使用市售的凝胶层析柱来分离得到分子量在500-1200道尔顿范围内的馏分。合适的凝胶层析柱包括但不限于GE公司的HiLoadSuperdex 16/600 Superdex75pg、Superdex Peptide、Superdex 200和Superdex 30等。应理解，也可以使用分离范围在500-10000道尔顿的其它品牌的凝胶层析填料。
通常，可先用ddH2O平衡凝胶柱，流速可根据实际情况确定。例如，在某些实施方案中，流速可以是0.5-50ml/min，如1ml/min。通常，待280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线后，结束平衡。平衡结束后，可上样。上样流速根据实际制备情况确定。上样结束后，可用脱气ddH2O洗脱粗品，收集馏分，获得所含成分的分子量在500-1200道尔顿范围的馏分，即为本文所述的提取物。
采用上述方法获得的提取物，将其配制成pH为5.8-8.0的溶液后过多种离子交换柱(包括DEAE Sepharose、Q Sepharose、Mono Q、CM Sepharose、SP Sepharose和Mono S)，其所含活性成分均不与这些离子交换柱结合。
本文发现，本文的羊水和其提取物能促进细胞的生长，提高或改善心脏功能。
因此，本文涉及使用羊水和其提取物来治疗由于缺血和缺氧引起的组织坏死。组织可以是人体或动物体的各种组织，包括但不限于软骨组织、半月板组织、韧带组织、肌腱组织、椎间盘组织、牙周组织、皮肤组织、血管组织、肌肉组织、筋膜组织、骨膜组织、眼组织、心包组织、肺组织、滑膜组织、神经组织、肾组织、骨髓、泌尿生殖组织、肠道组织、肝组织、胰腺组织、脾组织和脂肪组织中的任意一种或多种组织。在某些实施方案中，由于缺血和缺氧引起的组织坏死是心肌缺血坏死。在某些实施方案中，该组织坏死是急性、持续性缺血和缺氧所引起的心肌坏死，即心肌梗塞。本文的羊水和其提取物还可用于改善心脏功能，尤其是改善心力衰竭患者的心脏功能。在某些实施方案中，本文的羊水和其提取物可用于改善老年性心功能减退或心功能不全患者的心脏功能，提高其心脏功能。本文中，心功能减退或心功能不全是由于各种原因造成心肌的收缩功能下降，使心脏前向性排血减少，造成血液淤滞在体循环或肺循环产生的症状。
可直接使用本文所述的羊水和/或其提取物用于本文所述的用途，给予需要的对象。给药方式可以是肠胃外给药，例如静脉注射给药或心腔注射。在某些实施方案中，可将治疗有效量的羊水和/或其提取物与适量的注射用生理盐水、注射用水或葡萄糖注射液混匀，然后通过例如静脉内输注或心腔注射给药。
给药的剂量和频次可根据具体的病情，患者的年龄和性别等情况由医护人员确定。通常，对于特定疾病的治疗，治疗有效量是指足以改善或以某些方式减轻与疾病有关的症状的药量。这样的药量可作为单一剂量施用，或者可依据有效的治疗方案给药。给药量也许可治愈疾病，但是给药通常是为了改善疾病的症状。一般需要反复给药来实现所需的症状改善。例如，对于给予人的剂量，通常可在1-200ml/次，可每天或每周注射给予。在某些实施方案中，给药频次可以是每二天、每三天、每四天、每五天或每六天给药一次，或每半个月给药一次，或者每月给药一次。
因此，在某些实施方案中，本文提供一种治疗缺血和缺氧引起的组织坏死的方法，该方法包括给予需要的对象治疗有效量的本文所述的羊水和/或其提取物或含所述的羊水和/或其提取物的药物组合物的步骤。
在某些实施方案中，本文还提供一种改善对象心脏功能的方法，所述方法包括给予需要的对象有效量的本文所述的羊水和/或其提取物或含所述的羊水和/或其提取物的药物组合物的步骤。
本文中，“对象”通常指动物，如哺乳动物，尤其是人。
尤其是，本文提供一种治疗心肌缺血坏死(尤其是心肌梗塞)的方法，以及改善对象心力衰竭(尤其是老年性心功能减退或心功能不全)的方法，该方法包括给予需要的对象治疗有效量的本文所述的羊水和/或其提取物或含所述的羊水和/或其提取物的药物组合物，尤其是禽蛋羊水和/或其提取物或含有所述禽蛋羊水和/或其提取物的药物组合物的步骤。优选地，所述禽蛋如本文所定义或如本文任一实施方案所述。
在某些实施方案中，禽蛋是家禽类的蛋，尤其是胚龄为5-12天、更优选为6-11天、更优选6-9、更优选7-8天的禽蛋，尤其是鸡蛋。
在某些实施方案中，本文提供本文所述的羊水和/或其提取物在制备治疗缺血和缺氧引起的组织坏死的药物中的应用。还提供的是用于治疗缺血和缺氧引起的组织坏死的本文所述的羊水和/或其提取物。
在某些实施方案中，本文提供所述的羊水和/或其提取物在制备改善心脏功能用的药物中的应用。还提供的是用于改善心脏功能的本文所述的羊水和/或其提取物。
本文还提供一种药物组合物，该药物组合物含有本文所述的羊水和/或其提取物，尤其是家禽的蛋中的羊水和/或其提取物，更优选为胚龄为5-12天、更优选为6-11天、更优选6-9天、更优选7-8天的鸡蛋的羊水和/或其提取物。药物组合物可以是-60℃以下冷冻保存羊水和/或其提取物或其冻干试剂，例如冻干羊水和/或其提取物。药物组合物中还可含有其它药学上可接受的载体或赋形剂，例如注射用生理盐水、注射用水或葡萄糖注射液等。
下文将以具体实施例的方式阐述本发明。应理解，这些实施例仅仅是阐述性的，并不意图限制本发明的范围。实施例中所用到的方法、试剂和仪器，除非另有说明，否则为本领域常规的方法、试剂和仪器。
实施例一
1、材料
a)仪器和工具
微电脑全自动孵化器(正大TMZF880)，洁净培养皿，1.0ml注射器(江西洪达TM)，经70％酒精消毒的镊子，不锈钢筛子，无菌离心管(
b)试剂和生物材料
胚龄7天的鸡蛋。
2、实验流程
取鸡蛋，敲击朝上放置的、较为扁平的钝端，使蛋壳碎裂，将蛋壳剥开形成一个直径约为2厘米的口子，边缘应尽量平整。用镊子小心撕开壳膜和卵黄膜，注意不要破坏羊膜。观察胚胎发育状况，只有发育良好且符合对应阶段标准的胚胎可用于抽提羊水。
将包裹着胚胎的羊膜和相连组织从壳中倾倒至培养皿中，用注射器刺入羊膜抽取羊水，针口斜面应背对胚胎，直至羊膜紧贴胚胎，然后将澄清、无色、无异物的羊水注入冰盒内的离心管中。
用镊子取出羊膜中的胚胎，收集于放置在冰上的不锈钢筛子中，每隔一小时将收集的胚胎用搅拌机匀质化，封装在无菌的塑料储物罐中，倾斜放置于-80℃冰箱中。冷冻后可竖直放置。
通过美谱达TM1800紫外分光光度仪测试收集的羊水抽提液，光度仪标准操作流程参见使用手册，合格的可用于混合、配平。
将收集羊水抽提液的离心管配平后用中佳TMKDC-2046低速冷冻离心机于5℃，3500rpm离心21分钟(离心机标准操作流程参见使用手册)。将上清液倾析转移至洁净的塑料储物罐中，储存于-80℃冰箱中。每批次预留5ml小样用于后续测试。
所有步骤都在无菌条件下进行。
实施例二
1、材料
常用普通试剂如氢氧化钠、氯化钠、氯化钾、水合磷酸氢钠、磷酸二氢钾、碳酸氢钠、碳酸钠、氯化镁、丙酮、浓硫酸、浓盐酸、二甲苯、无水乙醇、石蜡和蔗糖等购自国药集团化学试剂有限公司；十二烷基硫酸钠和乙二胺四酸等购自美国Sigma公司；Triton X-100和肝素购自北京鼎国公司；Tween-20购自美国Thermo Fisher公司；水合氯醛购自北京索莱宝科技有限公司；多聚甲醛和Masson Masson三色染试剂盒购自谷歌生物科技有限公司；OCT包埋剂购自日本樱花公司；防荧光萃灭封片剂购自美国Vector公司。
兔抗人/鼠Aurora B抗体购自美国Sigma Aldrich公司；兔抗人/鼠磷酸化组蛋白H3多抗购自德国Merck Millipore公司；兔抗人/鼠cTnT多克隆抗体购自英国Abcam公司；Alexa Fluor 594标记山羊抗兔IgG、Alexa Fluor 488标记山羊抗兔IgG、Alexa Fluor 594标记山羊抗鼠IgG和Alexa Fluor 488标记山羊抗鼠IgG购自美国Life Technologies公司；DAPI购自美国Sigma Aldrich公司；山羊血清工作液购自武汉博士德生物工程有限公司。
Trizol购自美国Invitrogen公司；盐酸阿霉素购自上海生工生物工程股份有限公司。
实验动物为雄性C57BL/6J小鼠，购自上海斯莱克实验动物有限公司。
Leica Dmi8 Leica Dmi8 Leica Dmi8荧光显微镜和Leica IM50 Leica IM50图像采集系统购自德国Leica公司；小动物超声诊断仪购自加拿大VisualSonics公司。
0.1mol/L磷酸盐缓冲液(1×PBS)的配制：NaCl 8.0g，KCl 0.2g，Na2PO4·H2O3.58g，KH2PO4 0.24，调pH值至7.4，去离子水定容至1000ml，高压灭菌，储存于4℃。
0.5％Triton X-100的配制：Triton X-100原液5ml，1×PBS 995ml。
2、试验方法
(1)免疫荧光
(a)按实验要求处理好细胞爬片或冷冻切片，PBS洗，5min×3次。
(b)0.5％Triton X-100室温通透15min，PBS洗，5min×3次。
(c)山羊血清37℃封闭30min。
(d)弃血清，将一抗按适当比例稀释，滴加覆盖组织，4℃湿盒过夜。
(e)取出湿盒，37℃复温30min，PBS洗玻片或组织切片，5min×3次。
(f)将二抗按适当比例稀释，滴加覆盖组织，37℃孵育30min～60min。
(g)PBS洗3次，每次5min，DAPI染核10min。
(h)PBS洗3次，每次5minmin，防萃灭封片剂封片后荧光显微镜下观察分析。
(2)H&E染色
(a)4μm厚度切片，42℃捞片，60℃拷片过夜，常温保存。
(b)石蜡切片脱蜡至水：二甲苯3次，每次20min；梯度酒精(100％，95％，95％，90％，80％)水化，分别为：2min，2min，2min，1min，1min，自来水洗5min。
(c)PBS洗3遍，每次5min。
(d)苏木素染色5min。
(e)自来水冲洗10min。
(f)1％盐酸酒精分化两下，自来水冲洗5min。
(g)1％氨水返蓝2min，自来水冲洗5分钟。
(h)伊红染色1-5min。
(i)分别用80％，90％，95％，95％，100％的酒精脱水，时间分别为1min，2min，2min，2min，2min。
(j)二甲苯透明3次，每次2min。
(k)中性树胶封片，镜下观查。
(3)马松三色染色
(a)石蜡切片脱蜡至水。
(b)铬化处理(重铬酸钾过夜处理)。
(c)依次自来水和蒸馏水洗。
(d)用Harris氏苏木素染液或Weigert苏木素液染核1-2min。
(e)充分水洗，如过染可盐酸酒精分化2-3s。
(f)氨水返蓝2min。
(g)用Masson丽春红酸性复红液5-10min。
(h)1％磷钼酸水溶液分化3-5min。
(i)1％苯胺蓝或光绿液染5min。
(j)1％冰醋酸水溶液分化几秒。
(k)95％酒精、无水酒精、二甲苯透明、中性树胶封固。
结果：胶原纤维、粘液、软骨呈蓝色(如光绿液染色为绿色)，胞浆、肌肉、纤维素、神经胶质呈红色，胞核黑蓝色。
(4)小鼠心肌梗塞模型的建立
8周C57BL/6J雄性小鼠经诱导箱中异氟烷气麻，呼吸机频率为115次/min，呼吸比1:1，潮气量为1.5ml。用20g留置针塑料管套经嘴气管插管，连接小动物呼吸机，用含有2.5％异氟烷的纯氧持续麻醉。备皮，3-4肋间开胸，暴露心脏，用7-0prolene线左前降支结扎，会看到心尖变白，缝合肋间，缝皮，消毒。关掉麻药，持续通气至小鼠苏醒。
(5)小鼠心力衰竭模型的建立
8周C57BL/6J雄性小鼠7天注射一次阿霉素(5mg/kg)，一共注射四次后即会导致小鼠心力衰竭，通过心脏超声验证。
(6)取材、固定和切片
(a)手术后治疗1周和8周，小鼠腹腔注射10％的水合氯醛(200mg/kg)处死，取出心脏，1周取材还包括肝肾，OCT包埋或石蜡包埋。
(b)冰冻切片用于做免疫荧光＝石蜡切片用于H&E和马松三色染。
(c)标本在做完马松三色染后，用Image J图像分析软件测量心梗大小。心梗面积计算公式为：
每个标本取5个截面，计算平均值。
3、统计分析
所有实验结果均以Mean±SEM表示。两组之间比较用Two-tailed tailed t检验，多组之间比较用单因素方差分析(one way ANOVA)。P<0.05为有显著性统计学差异的标准。所有实验结果利用GraphPad Prism 5(Software,Inc.)和Image J软件作图、分析。
4、实验结果
(I)参照前述(4)所述的方法建立小鼠心肌梗塞模型。将建立的小鼠心肌梗塞模型分为对照组(NS)与鸡胚羊水(EE)治疗组(每组6只)。EE治疗组每两天通过尾静脉注射100微升实施例一制备得到的EE，到第三周21天时，共注射10次。对照组以相同方式注射生理盐水100微升10次。
左室射血分数(LVEF)是左心室功能的关键经典指标，左室射血分数提高表明小鼠心肌梗塞后的心脏功能得以提高。通过心脏超声测算出小鼠的射血分数，结果如图1所示。从图1可以看出，到第3周时，EE的治疗显著地提升了心梗小鼠的左室射血分数，表明EE的治疗显著提高了小鼠心肌梗塞后的心脏功能。
通过心脏超声测算出各组小鼠的左心室短轴缩短率(LVFS)，结果如图2所示。从图2可以看出，到第3周时，EE的治疗显著地提升了心梗小鼠的LVFS，也即提高了小鼠心肌梗塞后的心脏功能。
马松染色是判断心脏梗死组织与纤维组织的经典方法。处死经21天处理后的各组小鼠，制备心肌组织的石蜡切片，按前述第(3)点进行染色，结果如图3所示。图3中，蓝色的为梗死纤维化组织，红色为肌肉组织，从图中可以看到心梗小鼠有严重的纤维化，而EE治疗后纤维化显著减少；提示EE的治疗防止了小鼠心肌梗塞后的纤维化。另外，左心室腔的大小是判断心肌梗塞后有无心室扩张的依据，心室扩张是心脏功能下降的重要标志。从图3中还可以看出，对照组心肌梗塞小鼠心室腔严重扩大，而经过EE4周治疗后，治疗组小鼠左心室腔没有明显扩大。
PH3染色是判断心脏内细胞再生情况的指标。处死经21天处理后的各组小鼠，制备心肌组织的冷冻切片，按照上述第(1)点所述方法进行PH3染色，结果如图4所示。从图4可明显看出，EE治疗组小鼠心脏组织中PH3染色阳性(绿色荧光点，箭头所指)细胞明显增加，表明EE的治疗促进了心脏组织内细胞的再生。AuroraB染色是判断心脏内细胞再生情况的指标。按照上述第(1)点所述方法进行AuroraB染色，结果如图5所示，从图5中可以明显看出EE治疗组小鼠心脏组织中AuroraB染色阳性(绿色荧光点，箭头所指)细胞明显增加，表明EE的治疗促进了心脏组织内细胞的再生。
(II)参照上述方法(5)构建小鼠心力衰竭模型。将建立的小鼠心力衰竭模型分为对照组与鸡胚成分萃取物(EE)治疗组(每组6只)。EE治疗组每两天通过尾静脉注射100微升实施例一制备得到的EE，到第三周21天时，共注射10次。对照组以相同方式注射生理盐水100微升10次。
左室射血分数(LVEF)是左心室功能的关键经典指标，左室射血分数提高表明小鼠心力衰竭后的心脏功能得以提高。通过心脏超声测算小鼠的射血分数，结果如图6所示。从图6可以看出，到第3周时，EE的治疗显著地提升了心衰小鼠的左室射血分数，表明EE的治疗显著地提升了心力衰竭小鼠的心脏功能。
实施例三
本实施例使用日立Primaide型高效液相色谱仪检测不同胚龄的鸡蛋的羊水成分。按该色谱仪的使用说明书进行检测。其中，检测开始前先用100％乙腈洗涤30分钟，流速时间为0.8mL/min，之后用水平衡30分钟，流速0.8mL/min时间。抽取25μL样品并排除气泡，点击色谱仪自带的软件的“数据采集”按钮，选择“方法2”，点击屏幕下方“单分析开始”，待系统出现“等待进样”时，开始注射样品，注射要迅速，注射完后切换阀门。该方法2如下：
时间(min)
水(％)
乙腈(％)
流量(mL/min)
0.0
100.0
0.0
0.8
11.0
100.0
0.0
0.8
17.0
95.0
5.0
0.8
30.0
90.0
10.0
0.8
45.0
55.0
45.0
0.8
60.0
0.0
100.0
0.8
70.0
0.0
100.0
0.8
本实施例检测了胎龄为7天、11天和13天的羊水，结果如图7－9所示。
实施例四
DPPH即1,1-二苯基-2-苦基肼基自由基，其结构如下所示：
DPPH的分子中，由于存在多个吸电子的-NO2和苯环的大π键，所以，氮自由基能稳定存在。
当DPPH自由基被清除，其最大吸收波长519nm处的吸光度A值随之减小。DPPH这种稳定的自由基为清除自由基活性的检测提供了一个理想而又简单的药理模型。本实施例利用DPPH来检测来自鸡胚羊水的抗自由基能力。
取0.8mg的DPPH，溶于20mL溶剂甲醇中，超声5min，充分振摇，使上下各部分均匀。取1mL该DPPH溶液，在519nm处测A0值，A＝0.5-0.7。该DPPH溶液避光保存，3.5小时内用完。
采用实施例一所述的方法分别获得胚龄为6天、7天、8天、9天、10天和11天的鸡胚胎的羊水，离心后保存在4℃冰箱中待用。
以维生素C作为正对照，测定标准曲线。取不同体积的0.04mg/ml Vc样品加入0.6ml的DPPH，加入无水乙醇补足至1ml，混匀，以甲醇为对照调零，测定519nm波长下的吸光值。重复三次数据后作图。
取不同胚龄的羊水400ul至试管中，加入600ul中配制好的DPPH的甲醇溶液，混匀，反应10min，使气泡不再产生(测定前要混匀)。以甲醇为对照调零，测定519nm的吸光度。
各组的加样信息如下表所示：
实验组
样品液
95％乙醇(或无水乙醇)
DPPH测试液
总体积
空白组
0mL
0.4mL
0.6mL
1mL
Vc
n uL
(400-n)uL
0.6mL
1mL
样品组
0.4mL
0mL
0.6mL
1mL
采用以下公司肌酸清除率(抑制率)：
清除率(％)＝(A0-A)/A0×100％。
结果如图10所示。
实施例五
本实施例测试实施例一的鸡蛋羊水(EE)对鸡胚胎成纤维细胞在不同培养条件下的生长的影响。本实施例使用的DMEM培养基的组成如下：
1、鸡胚胎成纤维细胞的获得和培养
取胚龄7天的鸡蛋的胚胎，用PBS冲洗胚胎表面，将液体用移液枪吸干净。取出胚胎内脏，将其余组织剪碎至无肉眼可见的大颗粒、团块。加1ml的0.25％胰酶，用枪头使之与组织混匀，将悬液吸取至15ml离心管。用1ml的0.25％胰酶冲洗培养皿，将悬液吸取至同一支15ml离心管。将离心管放入37℃水浴，消化5-7分钟后，加入8ml的DMEM培养基(含PBS)中和胰酶。将离心管放入离心机，离心5-10秒。取出离心管，收集上清液。2000rpm离心该离心上清液2min。弃上清，加入4ml的DMEM培养基，用枪头使细胞重悬。分别取1ml细胞悬液注入10cm细胞培养皿，再加入10ml的DMEM培养基。十字方向晃动培养皿，每个方向至少20次，使细胞分布均匀。于37℃、5％CO2条件下培养。当细胞覆盖70％-90％的培养皿底部时，将细胞传代。
将培养皿从培养箱取出，收集原有的培养基于离心管中。小心加入5ml的PBS清洗细胞。之后，加入500ul、0.25％胰酶，将培养皿放入培养箱，消化1分钟。轻轻拍打培养皿侧边加快消化过程，待细胞团块快速分解，大部分细胞呈漂浮状态，迅速加入9.5ml回收的原有培养基中和胰酶。用移液管吹打培养皿底部，将尽量多的细胞悬液收集至15ml离心管中，于2000rpm离心3min。弃上清，加入4ml的DMEM培养基，用枪头使细胞重悬。分别将1ml细胞悬液注入含有10ml含不同体积比的羊水的新鲜培养基的10cm细胞培养皿中。十字方向晃动培养皿，每个方向至少20次，使细胞分布均匀，于37℃、5％CO2条件下培养。
取生长良好的鸡胚胎成纤维细胞，收集原有的培养基于离心管中。小心加入5ml的PBS清洗细胞，注意不可造成细胞层破损，轻轻晃动后倒除PBS。加入100ul的0.25％胰酶消化2-5分钟(24孔板)，用100ul培养基中和。用枪头使之成为单细胞悬液。按照一定倍数稀释该单细胞悬液，加入等量0.4％台盼蓝染液染色，稀释倍数以稀释后细胞数在20-200之间为宜。吸取适量(15ul)细胞悬液，从盖玻片上下边缘加样到血球计数板上，显微镜下计活细胞数。计算活细胞总数，调整细胞浓度至1×105个细胞/ml。每24小时取样一次，每次取3个孔细胞，进行常规胰酶消化、制备单细胞悬液、显微镜计数。以时间(天)为横轴，细胞浓度为纵轴绘制生长曲线。细胞个数＝细胞总计数/4×104×稀释倍数，细胞浓度＝该细胞个数/ml。
结果如图11所示。图11显示，在共培育96小时以后，添加EE的实验组中鸡胚胎成纤维细胞的数量明显高于与未添加EE的对照的细胞数量。
实施例六
采用与实施例一相同的方法获得胚龄为8天的鸭蛋的羊水。采用划痕实验测试鸡蛋羊水对鸡胚胎成纤维细胞和鸭蛋羊水对人脐静脉内皮细胞(HUVEC)的生长活力和迁移能力的影响。鸭蛋羊水获自胚龄8天的鸭蛋，采用实施例一的方法获得。鸡胚胎成纤维细胞采用实施例五所述的方法获得，人脐静脉内皮细胞从市售途径获得。
本实施例使用的DMEM培养基的组成如下：#Cat.11960077，加入1％L-谷氨酰胺(
实验前第一天，准备6孔板，用马克笔在6孔板背后用直尺画出5-6条分布均匀的横线，横穿过孔；再在中线位置画一条垂直的竖线以指示划痕的位置。在每个孔中加入约5×105个处于对数生长期的细胞，原则上接种过夜后融合率达到90％。
实验当天，用枪头比着直尺，沿马克笔竖线，垂直于6孔板底面划线。尽量不要倾斜、弯曲，不同孔之间最好用同一支枪头，宽度在1000-2000um为宜。每个孔用2ml PBS清洗3次，洗去划痕处的细胞。各个孔中分别加入2ml含不同含量的EE的培养基，常规培养，每48小时换液。从划痕计时为0h，每24小时定点拍照，测量划痕两侧细胞间距。观察每个孔中细胞生长状况；以时间(天)为横轴，每个孔中划痕距离为纵轴绘制图表；计算每个孔中划痕愈合的速度。
结果如图12和13所示。图12显示来自鸡蛋的羊水对对人脐静脉内皮细胞(HUVEC)的生长活力和迁移能力的影响，添加5％(体积比)的羊水明显对HUVEC的愈合具有非常明显的促进作用。图13显示来自鸭蛋的羊水对鸡胚胎成纤维细胞的生长活力和迁移能力的影响，羊水的添加对鸡胚胎成纤维细胞的愈合也显示出非常明显的促进作用。
实施例七
本实施例的目的在于通过分析柱凝胶柱SephacrylS-200、阴离子交换柱HiPrepQ、脱盐柱HiPrep 26/10 Desalting、HiLoad 16/600 Superdex75pg逐步纯化鸡胚羊水中具有生物活性的化合物。
1、材料
1.1纯化样品：新鲜的胚龄为7天的鸡蛋羊水，50ml。
1.2主要实验设备及耗材
1)GE AKTA purifier；
2)凝胶柱GE Sephacryl S-200；
3)阴离子交换柱GEHiPrep Q；
4)脱盐柱GEHiPrep 26/10 Desalting；
5)凝胶柱GEHiLoad 16/600 Superdex75pg；
6)Superloop 10ml。
2、方法
2.1溶液制备
磷酸钠缓冲液A(50mM Na2HPO4+NaH2PO4，pH 8.0)的制备：46.6ml 1mol/l Na2HPO4与3.4ml 1mol/l NaH2PO4混合，加ddH2O定容至1L。
2.2实验方法
2.2.2样本处理：新鲜羊水50ml，加入适量己烷，2500rpm、4℃离心20min，获得水相，0.22μm滤膜过滤。
2.2.3样品纯化
第一步：凝胶柱GE Sephacryl S-200
ddH2O平衡凝胶柱：流速2ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：流速1ml/min，上样量10ml；
洗脱：用脱气ddH2O洗脱粗品，流速2ml/min，等体积收集馏分，3ml/管。2柱体积(240ml)洗脱；
重复分离纯化5次，每一次中相同出峰时间的部分充分混合；
第二步：阴离子交换柱GE HiPrep Q
磷酸钠缓冲液A(50mM Na2HPO4+NaH2PO4，pH 8.0)平衡阴离子交换柱：流速2ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：取第一步纯化后具有生物活性的部分，用泵上样流速1.5ml/min，上样量250ml，同时等体积收集阴离子柱未结合部分，2ml/管；
脱盐：将离子柱中结合和不结合的馏分分别用GE HiPrep 26/10 Desalting置换到脱气ddH2O中，收集脱盐后的部分；
第三步：凝胶柱GE HiLoad 16/600 Superdex75pg
ddH2O平衡凝胶柱：流速1ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：流速1ml/min，上样量10ml；
洗脱：用脱气ddH2O洗脱样品，流速1ml/min，等体积收集馏分，2ml/管。洗脱1.5柱体积(240ml)；
测细胞活性：将长势较好的AC16消化后，铺于96孔板中，8000个/孔，每一组五个复孔。在5％CO2饱和湿度37℃培养箱培养2小时，细胞贴壁。用培养基DMEM饥饿培养24小时后，替换成10％FBS的DMEM、DMEM和含20％馏分的培养基。培养24小时后，每孔加入10μl CCK-8试剂。孵育2小时后，于酶标仪在450nm检测吸收值。
3、实验结果
经凝胶柱GE HiLoad 16/600 Superdex75pg分离的未结合部分的色谱图如图14所示。细胞活力检测跟踪到具有生物活性的生长因子群，结果如图15所示。
实施例八
采用与实施例七相同的方法，实施以下分离纯化：
1、活性成分分离纯化
第一步：凝胶柱GE Sephacryl S-200
ddH2O平衡凝胶柱：流速2ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：流速1ml/min，上样量10ml；
洗脱：用脱气ddH2O洗脱粗品，流速2ml/min，收集分子量在500-2000道尔顿范围内的馏分；
重复分离纯化5次，每一次中相同出峰时间的部分充分混合；
第二步：阳离子交换柱GE HiPrep SP
磷酸钠缓冲液A(50mM Na2HPO4+NaH2PO4，pH 5.8)平衡阳离子交换柱：流速2ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：取第一步获得的分子量在500-2000道尔顿范围内的馏分，用泵上样流速1.5ml/min，上样量250ml，收集阳离子交换柱未结合部分；
第三步：凝胶柱GE HiLoad 16/600 Superdex75pg
ddH2O平衡凝胶柱：流速1ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：取第二步获得的未结合部分上样，流速1ml/min，上样量10ml；
洗脱：用脱气ddH2O洗脱样品，流速1ml/min，收集分子量在500-1200道尔顿范围内的馏分。
2、活性成分检测
将长势较好的AC16消化后，铺于96孔板中，8000个/孔，每一组五个复孔。在5％CO2饱和湿度37℃培养箱培养2小时，细胞贴壁。用培养基DMEM饥饿培养24小时后，替换成10％FBS的DMEM、DMEM和含20％馏分的培养基。培养24小时后，每孔加入10μl CCK-8试剂。孵育2小时后，于酶标仪在450nm检测吸收值。阳离子交换柱GE HiPrep SP处理后不结合区的细胞活力如图16所示。
实施例九
采用与实施例七相同的方法实施以下分离纯化：
1、活性成分分离纯化
第一步：离子交换柱，可使用阴离子交换柱HiPrep Q，使各溶液的pH分别为5.8和8.0，然后分别上样与离子交换柱，流速2ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：取羊水，用泵上样流速1.5ml/min，上样量50ml，收集离子柱未结合馏分；
第二步：凝胶柱GE Sephacryl S-200
ddH2O平衡凝胶柱：流速2ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：样品为第一步未结合馏分，流速1ml/min，上样量10ml；
洗脱：用脱气ddH2O洗脱粗品，流速2ml/min，收集分子量在500-2000道尔顿范围内的馏分；
第三步：凝胶柱GEHiLoad 16/600 Superdex75pg
ddH2O平衡凝胶柱：流速1ml/min，直到280nm紫外吸收曲线平稳，回归基线；
上样：取第二步获得的500-2000道尔顿范围内的馏分上样，流速1ml/min，上样量10ml；
洗脱：用脱气ddH2O洗脱样品，流速1ml/min，收集分子量在500-1200道尔顿范围内的馏分。
2、活性成分检测
将长势较好的AC16消化后，铺于96孔板中，8000个/孔，每一组五个复孔。在5％CO2饱和湿度37℃培养箱培养2小时，细胞贴壁。用培养基DMEM饥饿培养24小时后，替换成10％FBS的DMEM、DMEM和含20％馏分的培养基。培养24小时后，每孔加入10μl CCK-8试剂。孵育2小时后，于酶标仪在450nm检测吸收值。阴离子交换柱GE HiPrep Q处理后不结合区的细胞活力如图16所示。
实施例十
1、分离原代心肌细胞(VM)
取乳鼠心室于预冷PBS清洗，之后在DMEM/F12中剪碎心脏组织。37℃水浴震荡，用0.04％胶原酶Ⅱ+0.08％胰酶消化。用筛网将已经消化下来的细胞过滤离心，1000r/min，10min。加15％FBS细胞培养液铺板，在5％CO2饱和湿度37℃培养箱培养。
2、细胞活力检测
将原代心肌细胞消化后，铺于96孔板中，6000个/孔，每一组五个复孔。在5％CO2饱和湿度37℃培养箱培养24小时之后，分别用培养基DMEM/F12、含10％FBS的DMEM/F12、含10％FBS和5％EE(实施例一制备得到的羊水)的DMEM/F12代替原来培养基15％FBS的DMEM/F12。培养48小时后，每孔加入10μl CCK-8试剂。孵育2小时后，于酶标仪在450nm检测吸收值。
结果如图17所示。
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