具体实施方式

下面结合具体实施例进一步阐述本发明。应理解，这些实施例仅用于说明本发明而不用于限制本发明的范围。下列实施例中未注明具体条件的实验方法，通常按照常规条件或按照制造厂商所建议的条件。

实施例1

构建载丁桂散挥发油的透明质酸修饰醇质体(HA-ES)新型穴位给药系统

1.1丁桂散挥发油的提取

参照2015年版《中国药典》规定之丁香与肉桂药材，称取200.3g丁香与200.6g肉桂药材，粉碎成20目的粗粉，加8倍量的水，浸泡1h，200℃水蒸气蒸馏法提取6h，收集挥发油。得3mL肉桂挥发油，15mL丁香挥发油。将其混合均匀后作为丁桂散挥发油。采用HPLC检测，丁香挥发油与肉桂挥发油中丁香酚与桂皮醛含量分别为85.8±0.43％，93.1±4.45％，符合2015年版中国药典中关于“丁香”、“肉桂”药材的质量标准规定。

1.2 HA-DOPE的合成

称取52mg的HA，加入20mL的蒸馏水(pH＝4.0)中，在磁力搅拌器上搅拌过夜使之充分溶胀并且溶解。加入24mg的EDC和13.6mg的NHS，以0.1mol/L盐酸调节pH至4.0，37℃，700rpm/min，水浴下活化2h。将溶有1mg/mL DOPE乙醇溶液720μL加入溶胀好的HA溶液中，以0.1mol/L氢氧化钠溶液调节pH为8.6，37℃，500rpm水浴磁力搅拌24h。反应结束后，将反应液加到透析袋中(截留分子量为3500Da)除去多余反应物以及反应副产物。将反应液冷冻干燥，即得HA-DOPE，-20℃贮存备用。

1.3 HA-ES的制备

制备前，将处方量的HA-DOPE溶于PBS中12h。分别精密称取适量的磷脂和胆固醇于西林瓶中，加入乙醇(含有处方量的丁桂散挥发油)，密封，60℃水浴、300rpm磁力搅拌15min，使形成均一溶液，然后缓慢注入溶有HA-DOPE的PBS溶液，继续密封搅拌1h，室温至冷，300W探头超声5min，即得。所得醇质体中丁桂散挥发油含量7.66mg/mL，HA-DOPE含量0.25mg/mL，磷脂含量8mg/mL，胆固醇含量2.26mg/mL，乙醇含量21.55v/v％，其余为PBS溶液。

实施例2

载丁桂散挥发油的透明质酸修饰醇质体(HA-ES)的评价与表征：

2.1粒径和电位的测定

以马尔文粒径电位测定仪，以动态光散射法测定各纳米制剂的粒径分布。平行制备3份样品，测量其粒径和Zeta电位。结果得载丁桂散挥发油的HA-ES的平均粒径为299.5±54.3nm，Zeta电位为-31.7±0.47mV。

2.2透射电镜观察

各制剂用去离子水稀释一定倍数，滴加在铜网上，待自然干燥后，用醋酸双氧铀负染2min，然后用滤纸吸走多余的负染液，晾干，置于透射电镜下观察制剂形态。结果如图1所示。

图1是本发明实施例2制备的载丁桂散挥发油的HA-ES透射电镜图，由图1可见，HA-ES与ES脂质囊泡的形态近似球形或椭球形，脂质双分子层明显，且囊泡大小均一、圆整，分散均匀，无粘连。与ES囊泡相比，HA-ES囊泡中部颜色较暗，这可能由于其表面覆盖HA分子凝胶网络，所含水分较高所致。

2.3包封率及载药量

利用超滤离心法测定制剂的包封率及载药量。结果得载丁桂散挥发油的HA-ES桂皮醛、丁香酚载药量分别为(10.9±1.3)％、(36.0±5.2)％；包封率分别为(74.9±1.1)％、(79.3±2.0)％。

对比例1

醇质体(ES)的制备：

同实施例1的制备方法，将处方中HA-DOPE去除，固定处方中其他组份用量，即得。

对比例2

载药HA-ES-2的制备：

同实施例1的制备方法，将处方中HA-DOPE浓度设置为0.50mg/mL，固定处方中其他组份用量，即得。

对比例3

载药HA-ES-3的制备：

同实施例1的制备方法，将处方中HA-DOPE浓度设置为1.00mg/mL，固定处方中其他组份用量，即得。

实施例3

体外透皮行为：

3.1体外透皮行为

取SD大鼠，10％水合氯醛麻醉，用剃毛刀腹部脱毛，生理盐水擦洗，手术刀剥离腹部皮肤，剔除皮下组织和脂肪，生理盐水洗净，-4℃冰箱中保存，一周内使用，用前仔细检查鼠皮的完整性。采用改良式Franze扩散池，取离体鼠皮，角质层朝供给池，皮下组织朝接收池。接收池加满接收液(12.5mL 10％PEG-200/PBS[w/v]溶液)，排空气泡，平衡30min。供给池加入1mL制剂，使角质层面完好接触制剂。用封口膜密封供给池，温度32℃、500rpm磁力搅拌接收液。在0.5、1、2、4、6、8h分别从接收池定量取出1mL接收液，同时往接收池中补加32℃的同体积新鲜接收液。HPLC测定，计算药物浓度及单位面积累积渗透量(Q)。结果如图2、图3所示。

图2是本实施例获得的载药醇质体：ES、HA-ES1、HA-ES2、HA-ES3中药物在8h内经大鼠离体皮肤的累积透过量-时间曲线图，其中：a为丁香酚，b为桂皮醛，c为肉桂酸；图3是本实施例获得的载药醇质体：ES、HA-ES1、HA-ES2、HA-ES3中药物在8h内经大鼠离体皮肤的透皮速率图，其中：a为丁香酚，b为桂皮醛，c为肉桂酸；由图2可见经HA-DOPE修饰后，挥发油中丁香酚与桂皮醛的体外透皮量均有显著性提高。桂皮醛透皮量在HA-DOPE浓度为0.25mg/mL时最高，随着其用量增大，透皮量减少。由图3(a为丁香酚，b为桂皮醛，c为肉桂酸)可知，HA-DOPE在0.25mg/mL时，丁香酚，桂皮醛体外透皮速率与其他组别相比显著提高(p<0.01,p<0.05)。

3.2皮肤滞留量

体外透皮实验结束后，小心剪下有效透皮区域的皮肤，用10mL PBS清洗去残留药液，然后再加10％DMSO 1mL匀浆处理，13000rpm、10min离心，吸取上清液，HPLC检测。结果如图4所示。

图4是本实施例获得的载药醇质体：ES、HA-ES1、HA-ES2、HA-ES3中药物在8h内在大鼠离体皮肤的滞留量图，其中：a为丁香酚，b为桂皮醛，c为肉桂酸；由图4可知，ES组中各成分的皮肤滞留量均高于HA-ES组，显示HA修饰可显著促进药物的经皮渗透。丁香酚与桂皮醛的皮肤滞留量均随HA-DOPE用量的增大而减小，而HA-DOPE用量对肉桂酸的皮肤滞留量影响不明显。该结果与上述经皮累积透过量研究结果相吻合，即HA-DOPE的修饰增强了醇质体的经皮渗透能力，从而提升了药物的经皮渗透，降低了在表皮中的滞留。

对比例4

游离药物的20％乙醇溶液的制备：

将丁桂散挥发油溶于20％乙醇溶液中，即得。

对比例5

脂质与药物的物理混合物的20％乙醇溶液的制备：

称取载丁桂散挥发油HA-ES处方量的各组分，分别加入20％乙醇溶液中，混合均匀，即得。

对比例6

HA-ES空白制剂的制备：

同实施例1的制备方法，将处方中丁桂散挥发油去除，固定处方中其他组份用量，即得。

实施例4

载丁桂散挥发油HA-ES与皮肤细胞的相互作用研究：

4.1细胞毒性

采用MTT法检测游离药物的20％乙醇溶液、脂质与药物的物理混合物的20％乙醇溶液、HA-ES空白制剂、载药ES及HA-ES对CCC-ESF-1与HaCaT细胞的毒性。取适量制剂，加入DMEM，分别稀释成5～100μg/mL的相同浓度的溶液，考察其对于皮肤细胞的毒性。

按1×10⁴细胞/孔分别接种对数生长期的CCC-ESF-1与HaCaT细胞至96孔板中，37℃、5％CO₂培养24h，弃去培养液，加入5～100μg/mL的游离药物、物理混合物、空白囊泡、载药ES及HA-ES，每个浓度平行操作3份，置培养箱中于37℃，5％CO₂条件下培养24h。培养结束后，弃去上清液，每孔加入200μL含500μg/mL MTT的DMEM培养液，37℃孵育4h，吸弃各孔内上清液，每孔加入150μL DMSO溶液，避光震荡3min，使细胞内的甲瓒充分溶解，用酶标仪在波长为570nm下测定吸光度值。将未加入药物的空白细胞采用同样的方向处理，测得吸光度值，计算细胞存活率。结果如图5所示。

图5是本实施例获得的游离药物、物理混合物、HA-ES的空白载体、ES及HA-ES在不同给药浓度下的细胞毒性图，其中：(A)为CCC-ESF-1细胞，(B)为HaCaT细胞；由图5可得，随制剂浓度增加，细胞毒性增强，表明制剂中的乙醇和挥发油均可对细胞产生一定毒性作用。脂质囊泡组的细胞毒性明显小于游离药物组，尤以HA-ES组细胞毒性最小，表明脂质囊泡的包裹减小了药物对细胞的直接刺激，而HA的修饰可较好的提升制剂的生物相容性。

4.2香豆素-6标记制剂的制备

以无水乙醇配制浓度为40μg/mL的香豆素6乙醇溶液(Coumarin-6，C6)，并以0.1mL该溶液取代丁桂散挥发油，同ES与HA-ES的制备方法制备荧光标记制剂。

4.3细胞摄取

将对数生长期的CCC-ESF-1与HaCaT细胞以5×10⁵/孔的密度分别接种于6孔板上，培养24h，弃去培养液，PBS洗涤2次，分别加入一定量C6标记制剂，与细胞避光孵育2h，弃去培养液，加PBS洗涤3次。每孔加入0.25％胰酶液2mL，待消化后转移至5mL流式管中，1000rpm离心3min，细胞用0.5mL PBS重新分散，置于流式管中，流式细胞仪检测荧光摄取量，以空白培养液孵育的细胞作为对照，每组平行3份。结果如图6所示。

图6是本实施例获得的C6-HA-ES、C6-ES和C6-Free对HaCaT及CCC-ESF-1细胞中的荧光强度的影响图，其中：(A,C)为HaCaT细胞，(B,D)为CCC-ESF-1细胞；由图6可知，与游离C6组相比，脂质囊泡可显著促进C6的细胞摄取，这可能是由于囊泡对C6的保护作用，由囊泡包裹C6被细胞内吞。然而，HA-ES与ES组之间的细胞摄取量未体现出显著性差异，可能与孵育时间较短有关。

4.4细胞内共定位

按5×10³细胞/孔分别接种对数生长期的CCC-ESF-1与HaCaT细胞至激光共聚焦皿中，37℃、5％CO₂培养24h，弃去培养液，分别加入100μL C6标记制剂，37℃孵育2h。孵育结束后，弃去上清液，PBS清洗细胞表面3次，加入1mL 4％多聚甲醛固定，37℃、5％CO₂避光培养20min后，弃去多聚甲醛溶液，PBS清洗细胞表面2次，每孔加入1mL DAPI继续避光染色8min，加PBS溶液洗涤3次。最后加入0.5mL PBS，于2h内进行激光共聚焦显微镜观察，Ex/Em为415nm/485nm、498nm/568nm，观察标记细胞核的蓝色DAPI荧光和细胞质的绿色C6荧光。结果如图7所示。

图7是本实施例获得的C6标记HA-ES与ES经HaCaT细胞摄取与细胞内共定位的CLSM图，其中：A为HA-ES，B为ES，C为C620％乙醇溶；由图可知，经细胞摄取后，C6主要分布于细胞膜与细胞质中，细胞核中未有分布。HA-ES与ES组的细胞内共定位没有明显差异，脂质囊泡虽能促进细胞摄取，但未改变C6在细胞内的分布状况。

实施例5

新型醇质体脐部给药药动学研究：

5.1动物分组

为以下四组：(1)正常组大鼠脐部给药HA-ES，(2)模型组大鼠脐部给药HA-ES，(3)模型组大鼠脐部给药ES，(4)模型组大鼠旁开给药HA-ES。除正常组外，模型组在造模成功后再分组。

5.2大鼠溃疡性结肠炎(Ulcerative Colitis，UC)模型的制备

第1天模型组大鼠，禁食不禁水，24h后，腹腔注射3.5％水合氯醛(1mL/100g)麻醉，固定于鼠解剖台上，将一直径2.0mm、长约11cm的橡胶输液管，由肛门轻缓插入深约8cm，给予5％的2，4，6-三硝基苯磺酸(1mL/100g)和等量的50％的乙醇溶液缓缓注入到大鼠肠腔内约8cm，再注入少许空气，提起大鼠尾部，倒置30s，使造模剂充分渗入。动物苏醒后正常饲养。第2天起将模型组大鼠腹部置于冰水浴中2min，每天1次，共3次。观察并记录大鼠每天的体重、进食量、饮水量、毛发光泽度、大便性状以及活动情况。

5.3给药及在体皮肤微透析

造模3天后，拣取稀便、体重下降、毛色发枯等现象的大鼠，作为造模成功大鼠，并随机抽取3只大鼠，解剖检查结肠，判断造模是否成功。将拣出的模型组大鼠随机分为3组。正常组与模型组大鼠分别以20％乌拉坦(0.6mL/100g)麻醉，待进入麻醉状态后，使其俯卧固定于鼠板上，用电动剃毛刀小心剃除腹部毛发，直至毛发短于2mm，用生理盐水擦洗干净，将微透析探针埋入脐部皮下，以20％乙醇-水溶液作为灌流液，以0.2mL/h的流速灌流。在大鼠腹部埋有探针的部位以胶水粘以面积约为1cm²的圆形塑料盖作为给药池，以便于固定给药面积。平衡30min达到稳定稳定状态后，分别于脐部(以肚脐为中心，半径0.5cm)及旁开部位(脐部外0.5cm区域)给予1mL ES和HA-ES制剂，医用胶带固定。每30min收集样品，共10h。样品直接以HPLC分析。在体皮肤微透析药动学数据分析采用非房室模型(noncompartmentanalysis)，使用软件为Phenix winnonlin 2药动学软件。数据统计分析采用ANOVA方法，使用软件为SPSS 19.0(美国IBM公司)，采用LSD法分析组间差异，p<0.05设为显著性差异水平，p<0.01设为极显著差异的水平。结果如图8所示，肉桂酸与丁香酚在体皮肤微透析药动学参数如表1所示。

表1肉桂酸与丁香酚在体皮肤微透析药动学参数

图8是本实施例获得的在体微透析皮下药物浓度-时间变化曲线图，其中：A为肉桂酸，B为丁香酚；由图8所知，模型组中脐部给药HA-ES后其肉桂酸和丁香酚的浓度在10小时内高于其他组别，这可能是由于模型组的大鼠造模后体重下降，脐部皮肤较薄，与正常鼠相比，同样的给药面积，正常组大鼠可能有效物质主要分布在了组织和血液中，因此，在皮下微透析接受液中检测肉桂酸和丁香酚的含量少于模型组。而模型组的HA-ES和ES分别脐部给药后HA-ES组显著高于ES组可能是因为HA在其透皮的过程中可以保护药物避免其泄漏，且HA是水性大分子可以在真皮层以下更好地递送药物至穴区深层。

5.4体内药动学

动物分组、造模方法、给药方法均同本章“2.1.2”项下内容。给药后，分别于5min，15min，30min，1h，2h，4h，8h，10h，12h，24h眼眶取血200μL于1.5mL肝素化离心管中，向200μL含药血浆加入乙酸乙酯0.6mL和10μL内标物质(阿魏酸溶解于乙酸乙酯中，浓度为5μg/mL)，涡旋3min，13000rpm离心5min，取上清液于1.5mL离心管中，氮气吹干，用50μL乙腈复溶，涡旋3min，13000rpm离心5min，取上清液以HPLC检测。体内药动学数据分析方法与在体皮肤微透析药动学数据分析方法相同。结果见图9与表2、表3。

表2肉桂酸体内药动学参数(n＝6)

表3丁香酚在体药动学参数(n＝6)

图9是本实施例获得的大鼠血浆药-时曲线图，其中：A为CA，B为EUG；由图可知，经皮给药后，HA-ES脐部给药组比旁开给药组血药浓度明显较高，AUC也显著高于旁开给药组。另外，模型组脐部给药组数据显示，HA-ES组的血药浓度与AUC均显著高于ES组，表明HA-ES可有效促进药物的经皮吸收。以上结果均与体外透皮实验及在体微透析实验结果相一致。脐部给药有助于药物的经皮吸收，可能与其菲薄的角质层有关，醇质体囊泡易于透过角质层进入皮肤深层，继而释放药物进入体循环。另外，HA的修饰，也因保护药物免于在穿透表皮层时泄漏，而将药物更多地运输至微循环丰富的真皮及皮下组织，促进了药物吸收进入体循环，从而显著改善了药物的生物利用度。

在体微透析和体内药动学实验均证明了HA的修饰，可以保护药物免于在穿透表皮层时泄漏，而将药物更多地运输至微循环丰富的真皮及皮下组织，促进了药物吸收进入体循环，从而显著改善了药物的生物利用度。使得模型组的HA-ES脐部给药后其C_max和AUC显著高于ES脐部给药组和HA-ES旁开给药组。

实施例6

载丁桂散挥发油新型醇质体脐部给药对大鼠溃疡性结肠炎的药效学研究：

6.1大鼠寒证溃疡性结肠炎模型的建立及给药

70只SD雄性大鼠随机分为7组，每组10只，每组大鼠造模前禁食24h，不禁水。造模方法同实施例5。给药方式按照分组进行(1)正常组：不给药；(2)正常组：脐部给药HA-ES；(3)模型组不给药；(4)模型组脐部给药HA-blank；(5)模型组脐部给药ES(6)模型组脐部给药HA-ES；(7)旁开给药HA-ES，连续7天，期间观察大鼠状态，记录体重变化。在第8天处死大鼠，取结肠，血清，皮肤于-80℃保存备用。

外观体征：正常组表现正常，体重逐步增加，精神状态好。造模组在注入TNBS后，体重逐步降低，且肛门出现分泌物，精神状态不佳，少动，进食量和饮水量减少。

6.2组织病理学观察

大鼠给药结束后处死，取结肠，切成小段，福尔马林固定后石蜡包埋、切片苏木精/伊红染色、封片。显微镜下观察每组大鼠结肠部位的组织学病变。结果如图10所示。

图10是本实施例获得的HE染色组织病理学切片图，其中：(A)正常组，(B)正常组HA-ES脐部给药，(C)模型组，(D)模型组HA-blank(空白载体)脐部给药，(E)模型组ES脐部给药(F)模型组HA-ES脐部给药，(G)模型组HA-ES旁开给药；由图10可知，正常组(A)和正常鼠HA-ES脐部给药组(B)大鼠结肠壁各层未见明显病理性改变；模型组(C)大鼠结肠溃疡形成，溃疡面较大，累及粘膜层，未达粘膜肌层，粘膜下层充血水肿、炎细胞浸润；模型鼠HA-blank脐部给药组(D)结肠溃疡形成，累及粘膜全层；模型鼠ES脐部给药组(E)结肠壁多发溃疡形成，溃疡累及粘膜全层，另有结肠壁粘膜表面局部充血水肿，但与模型组相比，有所改善；模型鼠HA-ES脐部给药组(F)结肠壁局部粘膜上皮坏死脱落糜烂形成，糜烂面轻度充血水肿、炎细胞浸润，与模型组相比多见大鼠结肠黏膜上皮的大部分已增生修复；模型鼠HA-ES旁开给药组(G)结肠粘膜层充血水肿、炎细胞浸润，粘膜上皮部分坏死脱落糜烂形成。通过病理切片证明造模成功。

6.3炎症因子和结肠动力学的检测

眼眶取血后，放置30min后，3000rpm/min，离心3min，取上清，采用Elisa法测定血清和结肠中H₂O₂、NO、Ach、ATP、SCF、VIP的含量。结果如图11、图12所示。

图11是本实施例获得的ES脐部给药组，HA-ES脐部给药组，HA-ES旁开给药组对寒证大鼠溃疡性结肠炎中H₂O₂和NO表达水平的影响图；由图可知，HA-ES脐部给药可明显降低模型鼠血清和结肠组织中的H₂O₂和NO水平，显示出HA-ES较强的促进药物经皮吸收作用。

图12是本实施例获得的UC大鼠血清和结肠中Ach、ATP、SCF、VIP的浓度结果图，其中：(A)结肠中Ach的浓度，(B)结肠中ATP的浓度，(C)血清中SCF的浓度，(D)结肠组织中SCF的浓度，(E)血清中VIP的浓度，(F)结肠组织中VIP的浓度；由图12可得，HA-ES脐部给药组中在结肠组织的Ach和ATP的含量较模型组明显升高(p<0.05,p<0.01)；HA-ES的脐部给药组和旁开给药组在血清中的SCF浓度显著升高(p<0.05,)；与模型组相比较，ES组、HA-ES的脐部给药组和旁开组的SCF表达显著升高(p<0.01，p<0.0001，p<0.0001)。与模型组相比，ES、HA-ES的脐部和旁开给药组中的VIP的表达显著降低(p<0.001，p<0.001，p<0.01)。

6.4免疫组化

取石蜡切片，脱蜡、除去内源性的过氧化氢酶、抗原修复、血清封闭，分别加一抗、二抗，然后加DAB显色剂，再经苏木素复染、脱水透明后封片。不同组别之间大鼠结肠组织中的c-kit蛋白的阳性率如图13和图14所示。

图13是本实施例获得的不同组别之间免疫组化检测大鼠结肠组织中的c-kit的阳性率图；图14是本实施例获得的c-kit蛋白在不同组别大鼠中结肠组织的表达切片图，其中：(A)正常组，(B)正常组HA-ES脐部给药，(C)模型组，(D)模型组HA-blank(空白载体)脐部给药，(E)模型组ES脐部给药，(F)模型组HA-ES脐部给药，(G)模型组；由图可知，与正常组相比，模型对照组的c-kit蛋白的阳性率显著降低，在HA-ES脐部给药后可以显著上调其阳性率(p<0.05)。

6.5Western-blot法检测结肠组织中多种指标的含量

取冻存的结肠组织，精密称定，切成小块，加入预冷的含抑制剂的蛋白质抽提试剂。用匀浆器每次30秒低速匀浆，每次匀浆间隔冰浴1分钟，至组织完全裂解。裂解液于预冷的离心机中14,000g离心15分钟。上清液立刻转移入新的离心管中保存待用。按照BCA蛋白定量试剂盒说明书测定蛋白浓度量；加入上样缓冲液制成蛋白样品；SDS-PAGE凝胶电泳后转到NC膜上，加0.5ml丽春红染色30秒，观察转印效果。去除染液，双蒸水洗膜三次，每次5分钟。5％脱脂奶粉室温封闭1h；加入稀释好的一抗抗体，4℃过夜。TBST洗膜3次(每次5分钟)。加入稀释好的二抗抗体(1:5000)，室温1小时振荡孵育。TBST洗膜3次(每次5分钟)。洗好膜以后，取出ECL发光试剂，取A液和B液各1ml混合。将膜放入曝光仪器中，滴加发光液，曝光三次，每次5min，选择三次曝光的重叠值。各组结肠组织中AKT、c-kit、Erk、P-AKT、P-Erk、P-STAT3表达蛋白质印迹分析电泳结果如图15、图16所示。

图15是本实施例所获得的Western-blot检测c-kit在大鼠结肠组织中的表达图，其中：1.正常对照组2.正常鼠HA-ES脐部给药3.模型对照组4.模型鼠空白HA-ES脐部给药5.模型鼠ES脐部给药6.模型鼠HA-ES脐部给药7.模型鼠HA-ES旁开给药；图16是本实施例所获得的Western-blot检测c-kit在大鼠结肠组织中的表达统计结果图；由图可知，与正常组相比，模型组的c-kit的蛋白相对表达量显著降低(p<0.0001)，ES脐部模型组，HA-ES脐部模型组，HA-ES旁开模型组与不给药模型组相比显著增多(p<0.0001)，模型组中HA-ES脐部给药组的c-kit蛋白表达较ES组显著增高(p<0.0001)。模型组中HA-ES脐部给药组c-kit蛋白表达显著高于其他组别，说明HA-ES在脐部给药后能减轻并且修复ICC损伤，同时恢复其数量，对调节胃肠动力起重要作用。

以上结果表明，脐部给药在对胃肠动力具有一定的特异性影响，这可能与脐部的药物吸收较好有一定相关性。HA-ES脐部给药较之ES与旁开给药，其对胃肠动力的调节作用较强，应主要归因于HA-ES卓越的经皮渗透性能，有效改善了药物的经皮吸收，从而增强药效。

6.6皮肤刺激性研究

取豚鼠，在给药前12小时，用剃毛刀小心除去腹部皮肤的毛发，分为(1)完整皮肤生理盐水组，(2)破损皮肤生理盐水组，(3)破损皮肤HA-ES组，(4)破损皮肤ES组。破损皮肤组用刀片划“井”字，以渗血为宜，给药组分别涂抹1mL制剂于皮肤上，每组给药面积为2cm×2cm，用纱布和医用绑带固定4小时，去除药物，连续给药3天后，观察24h，48h，72h皮肤的变化。实验结果如图17所示。

图17是本实施例所获得的豚鼠皮肤刺激反应图，其中：A.完整皮肤生理盐水组，B.破损皮肤生理盐水组，C.破损皮肤HA-ES组，D.破损皮肤ES组；由图可知，HA-ES、ES对家兔豚鼠皮肤均无明显刺激性。在多次给药3d之后，豚鼠皮肤未出现明显发红、水肿等刺激性的现象。

由上述可见，本发明提供的一种新型穴位给药系统应用于温中散寒中药的经穴递送，可有效促进药物在穴区的吸收，强化经穴给药后的穴区特殊效应。HA-ES经穴透皮给药系统具备较好的包载药物深入穴区深层的性能，可以保护药物免于在穿透表皮层时泄漏，而将药物更多地运输至微循环丰富的真皮及皮下组织，促进了药物吸收进入体循环，从而显著改善了药物的生物利用度。载肉桂挥发油的HA-ES脐部给药可显著降低UC模型大鼠血清与结肠组织中H₂O₂和NO水平，上调UC鼠结肠组织中的Ach和ATP水平，使得结肠组织中的VIP的表达显著降低，并且显著提高结肠组织中SCF表达。HA-ES脐部给药组结肠c-kit蛋白表达显著高于其他组别，说明HA-ES在脐部给药后能减轻并且修复ICC损伤，同时恢复其数量，对调节胃肠动力起重要作用。该新型穴位给药系统可望用于温中散寒类中药成分/中药有效部位的载体，进一步地用于治疗因寒症引起的腹痛、腹泻与痛经等症状，尤其是用于治疗阳虚或寒证UC，具有明显的药用前景。

虽然以上描述了本发明的具体实施方式，但是本领域的技术人员应该理解，这些仅是举例说明，在不违背本发明的原理和实质的前提下，可以对这些实施方式做出多种变更或修改。