具体实施方式

下面结合具体实施例，进一步阐述本发明。应理解，这些实施例仅用于说明本发明而不用于限制本发明的范围。此外应理解，在阅读了本发明讲授的内容之后，本领域技术人员可以对本发明作各种改动或修改，这些等价形式同样落于本申请所附权利要求书所限定的范围。

除非特殊说明，否则所有化学试剂都是可商购的，无需进一步纯化即可直接使用。聚二甲基硅氧烷(PDMS)购自美国Dow Corning公司。氯化铁(III)购自Adamas试剂有限公司(中国上海)。柠檬酸钠、无水乙酸钠和盐酸多巴胺购自国药控股化学试剂有限公司(中国上海)。胱胺二盐酸盐购自西格玛奥德里奇贸易有限公司(中国上海)。顺铂购自北京华丰科技有限公司(中国北京)。EDC和NHS购自百灵威科技有限公司(中国上海)。SDS样品缓冲液和SDS-聚丙烯酰胺凝胶购自Tanon Science&Technology Co.,Ltd.(中国上海)。DMEM培养基、胎牛血清(FBS,GIBCO)、青霉素-链霉素(HyClone,Thermo Scientific,Logan,UT)和胰蛋白酶0.25％溶液(HyClone)购自杭州吉诺生物医学技术有限公司(中国杭州)。C11 BODIPY581/591购自上海宏叶生物科技有限公司(中国上海)。Cell Counting Kit-8(CCK-8)和Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒购自7Sea Biotech Co.,Ltd.(中国上海)。GSH与GSSH检测试剂盒和ROS检测试剂盒购自上海碧云天生物公司(中国上海)。Avanti挤出机购自Avanti Polar Lipids,Inc.(美国阿拉巴马州)。4T1细胞(鼠类乳腺癌细胞系)来自中国科学院生物化学与细胞生物学研究所。4-5周龄的裸鼠购自上海斯莱克实验动物中心(中国上海)。所有实验中使用的电阻率高于18.2MΩ.cm的水均通过实验室水净化系统(CascadaI,PALL，北京，中国)进行净化。截留分子量(MWCO)为10000的再生纤维素透析膜购自Fisher(宾夕法尼亚州匹兹堡)。

实施例1

(1)利用Auto CAD软件设计微流控通道结构，微流控通道设计采用逐渐扩大的S形通道，包括:五个入口、一个出口、逐渐扩大的S形微流控通道，通道的高度都为50μm，进样口1、2、3的微流控通道宽度为100μm，其余的微流控通道宽度都为300μm，通道入口到出口的总长度为37.8mm(如图1所示)；然后把设计好的芯片利用高分辨率的打印机打印出掩膜版，再利用光刻技术在硅片上制备出微流控芯片模具，最后利用制备好的芯片模具进行倒模，将聚二甲基硅氧烷(PDMS)与固化剂按质量比10:1混匀，真空下排出气泡后倒入模具，然后在80℃下真空干燥2h，得到相应的聚二甲基硅氧烷PDMS微流控通道盖片；通过等离子键合技术，设置真空度为20Pa，空气氛围下处理80s，将载玻片作为基底，与上述PDMS微流控通道盖片键合，得到微流控芯片。

(2)取0.6484g无水三氯化铁溶解在40mL二乙二醇中，然后将0.471g柠檬酸钠(Na3Cit)溶解在上述溶液中，并于空气气氛下80℃搅拌2h，待柠檬酸钠完全溶解后，温度降至55℃，再将1.312g无水醋酸钠加入到上述溶液中，持续搅拌至醋酸钠粉末完全溶解，然后将溶液转移至50mL高压反应釜中，于200℃反应4h；反应结束后，自然冷却至室温，将产物转移至50mL离心管中，以转速13000rpm离心30min，弃上清液，沉淀用无水乙醇回溶，13000rpm离心30min，重复操作3次，然后将沉淀物在真空干燥箱中60℃烘干，即得到表面柠檬酸稳定的超小四氧化三铁纳米颗粒(Fe₃O₄ NPs)。

(3)取50mg Fe₃O₄ NPs溶解在15mL超纯水中，持续搅拌，往溶液中滴加EDC(206.5mg，1mL超纯水)，30min后，再往溶液中滴加NHS(124.02mg，1mL超纯水)，活化Fe₃O₄NPs上的羧基3h。随后，将胱胺二盐酸盐水溶液(98.5mg，1mL超纯水)滴入上述溶液中，室温下反应72h，再用截留分子量为10000的纤维膜透析袋于PBS缓冲液(10mM，pH＝7.4)透析1天，再在超纯水中透析2天，即得Fe₃O₄ NCs溶液。

(4)取呈对数生长期的4T1细胞10⁷个，离心(1000rpm,5min)得细胞沉淀，用无菌的PBS溶液清洗一次，再往沉淀中加入3mL的低渗细胞裂解缓冲溶液(含体积分数为10％的PMSF)，冰浴15min，采用冻融法反复冻融(-20℃快速冷冻，40℃快速融化)3次。设置离心温度为4℃，以700g的离心力离心15min，去沉淀；将上清再以13500rpm的转速离心30min，留沉淀，将沉淀重悬于500μL的PBS溶液中，即得4T1细胞膜的悬液；使用Avanti微型挤出机将细胞膜悬液挤出11次，得到细胞膜囊泡悬液。

(5)将超小四氧化三铁纳米团簇(Fe₃O₄ NCs)溶液(1.39mg/mL，5mL)与盐酸多巴胺溶液(16mg/mL，165μL)混合，超声3min使其混匀，由微量注射泵注入到第一进样口1中，流速为5mL/h；将Tris缓冲液(pH＝8.5，10mM，0.5mL)由微量注射泵注入到第二进样口2中，流速为0.5mL/h；Tris缓冲液(pH＝8.5，10mM，56mL)由微量注射泵注入到第三进样口3中，流速为28mL/h；顺铂水溶液(1.2mg/mL，8.7mL)由微量注射泵注入到第四进样口4中，流速为8.7mL/h，通过出样口5收集，得到载药超小四氧化三铁纳米团簇(FDP)。

(6)将超小四氧化三铁纳米团簇(Fe₃O₄ NCs)溶液(1.39mg/mL，5mL)与盐酸多巴胺溶液(16mg/mL，165μL)混合，超声3min使其混匀，由微量注射泵注入到第一进样口1中，流速为5mL/h；将细胞膜囊泡溶液(2.0mg/mL，0.5mL)由微量注射泵注入到第二进样口2中，流速为0.5mL/h；Tris缓冲液(pH＝8.5，10mM，56mL)由微量注射泵注入到第三进样口3中，流速为28mL/h，Tris缓冲液(pH＝8.5，10mM，8.7mL)由微量注射泵注入到第四进样口4中，流速为8.7mL/h，通过出样口5收集，得到细胞膜包裹的超小四氧化三铁纳米团簇(FDC)。

(7)将超小四氧化三铁纳米团簇(Fe₃O₄ NCs)溶液(1.39mg/mL，5mL)与盐酸多巴胺溶液(16mg/mL，165μL)混合，超声3min使其混匀，由微量注射泵注入到第一进样口1中，流速为5mL/h；将细胞膜囊泡溶液(2.0mg/mL，0.5mL)由微量注射泵注入到第二进样口2中，流速为0.5mL/h；Tris缓冲液(pH＝8.5，10mM，56mL)由微量注射泵注入到第三进样口3中，流速为28mL/h；顺铂水溶液(1.2mg/mL，8.7mL)由微量注射泵注入到第四进样口4中，流速为8.7mL/h；通过出样口5收集，得到细胞膜包覆的载药超小四氧化三铁纳米团簇(FDPC)。

实施例2

对实施例1制备的Fe₃O₄ NPs、Fe₃O₄ NCs、FDP和FDPC进行表征。Fe₃O₄ NPs、Fe₃O₄NCs、FDP和FDPC的水动力学直径和zeta表面电势如表1所示，由于Fe₃O₄ NPs表面被羧基修饰，Fe₃O₄ NPs的电势为-32.1mV，水合粒径为154.4nm。当胱胺偶联Fe₃O₄ NPs形成Fe₃O₄ NCs时，电势变为-21.3mV，水合粒径增加至235.0nm，这是由于胱胺两端的氨基与Fe₃O₄ NPs表面的羧基发生酰胺反应，得到团簇结构的Fe₃O₄ NCs，使得水合粒径增大，电势升高。当Fe₃O₄NCs包裹聚多巴胺和上载化疗药物顺铂后，FDP的电势进一步升至-2.8mV，水合粒径变为222.3nm，这是由于聚多巴胺的包裹作用使得Fe₃O₄ NCs水合粒径缩小，而且聚多巴胺表面的酚羟基进一步与Pt配位，这证明了聚多巴胺的成功包裹和顺铂的成功负载。包覆细胞膜之后，FDPC的电势又降低至-16.3mV，水合粒径变为233.6nm，表明FDPC表面细胞膜的成功包覆。

表1

如图3中A所示，Fe₃O₄ NCs包裹聚多巴胺后，在600-800nm的近红外光区观察到了聚多巴胺的特征吸收峰，证明了聚多巴胺的成功包裹。从图中可以看到，包裹细胞膜后，280nm蛋白的紫外吸收增强，表明了细胞膜的成功包覆。如图3中B所示，591cm^-1附近的特征吸收峰归属于超小四氧化三铁纳米颗粒的Fe-O,557cm^-1附近的特征吸收峰归属于胱胺的S-S，证明Fe₃O₄ NCs的成功合成。2923和2850cm^-1附近增强的特征吸收峰为胱胺、聚多巴胺和膜蛋白的C-H的伸缩和弯曲振动特征吸收峰，1465cm^-1附近的特征峰则归属于聚多巴胺和膜蛋白的–C＝C–伸缩振动，证明了聚多巴胺和细胞膜的成功包裹。

如图3中C所示，在Fe₃O₄ NPs、Fe₃O₄ NCs、FDP和FDPC的XPS图谱中都观察到了Fe元素，并且Fe结合能的强度呈递减趋势，这是由于Fe₃O₄ NPs的表面依次被胱胺修饰、聚多巴胺包裹和细胞膜包覆，导致表面的Fe含量减少。在Fe₃O₄ NPs的XPS图谱中未观察到N元素，而在Fe₃O₄ NCs、FDP、FDPC的XPS图谱中都观察到了N元素，并且N结合能的强度呈上升趋势，进一步证明了Fe₃O₄ NPs表面依次被胱胺修饰、聚多巴胺包裹和细胞膜包覆。在FDP和FDPC的XPS图谱中观察到Pt元素，证明了Pt的成功负载。图3中D为FDPC的Fe 2p高分辨XPS图谱，710.52、712.84、724.08、726.65、715.17、719.14、729.49和733.21eV分别对应于Fe²⁺2p_3/2、Fe³⁺2p_3/2、Fe²⁺2p_1/2、Fe³⁺2p_1/2、Fe²⁺2p_3/2 satellite、Fe³⁺2p_3/2 satellite、Fe²⁺2p_1/2satellite和Fe³⁺2p_1/2 satellite，证明了FDPC中Fe₃O₄的存在。

图4为CM、FDPC和FDP的SDS-PAGE结果。用BCA蛋白定量试剂盒对细胞膜悬液和FDPC中的蛋白含量进行测定，再用PBS调节蛋白含量为1mg/mL。取5μL的蛋白Marker加入到第一条蛋白泳道，再分别取20μL的细胞膜悬液(CM)、FDPC和FDP(200μg溶于1mL PBS)依次加入泳道，设置跑胶电流为100A，时间30min。如图4所示，FDP组没有跑出具有蛋白条纹的泳道，而CM和FDPC组跑出了类似的蛋白条纹泳道，证明细胞膜在FDP表面的成功包覆。

图5中A为FDPC的TEM图，FDPC的大小分布非常均一，平均粒径为205.5nm，分散性良好。从图5B和5C中可以明显观察到在FDPC的外围存在厚度为9.8nm的细胞膜，其核心为聚多巴胺包裹的超小四氧化三铁纳米团簇，粒径大小为17.6nm。如图5C所示，在聚多巴胺的内部可以观察到超小四氧化三铁纳米颗粒，粒径大小为3.0nm，综上所述，证明了FDPC的成功合成。

实施例3

通过ICP-OES测试法测定FDPC中Fe元素的含量。为测试FDPC的GSH响应性能，将FDPC分别配制为含GSH的水溶液，浓度梯度溶液各1mL(Fe元素浓度分别为0.1、0.2、0.4、0.8、1.6mM)。分别测定FDPC在有无GSH存在情况下的T₂和T₁弛豫时间，将弛豫时间的倒数与Fe浓度进行线性拟合，其斜率即为弛豫率(如图6)(T₁成像的弛豫率用r₁表示，T₂成像的弛豫率用r₂表示)。通常，r₂/r₁小于5，则说明材料具有良好的T₁成像性能；如果r₂/r₁大于5，则说明材料具有良好的T₂成像性能。如图6所示，在无GSH存在的条件下，FDPC的r₂为20.06mM^-1s^-1，而r₁为1.05mM^-1s^-1，此时r₂/r₁大于5，说明在无GSH存在的条件下FDPC具有良好的T₂成像性能。在GSH存在的条件下，FDPC的r₂降低至3.73mM^-1s^-1，而r₁上升至2.22mM^-1s^-1，此时r₂/r₁小于5，表明在GSH存在的条件下FDPC具有良好的T₁成像性能，这是由于GSH使胱胺的二硫键断裂，破坏了FDPC的团簇结构。综合上述结果进一步说明，以GSH作为响应机制，FDPC具有良好的T₂/T₁双模态MRI性能，可作为MRI分子影像学诊断中良好的T₂/T₁双模态造影剂。

FDPC的体外光热性能测试结果如图7所示，图7中A为不同Fe浓度(25、50、100μg/mL)的FDPC在808nm激光照射下随时间的升温情况。在一定的功率密度(1W/cm²)下，FDPC的升温效应随着浓度的增加逐渐提高，在浓度为100μg/mL时，FDPC的温度升高了20.6℃，而水仅增加了0.9℃。FDPC(100μg/mL)的光热稳定性通过五次循环升降温进行测试，其中用808nm激光照射5min完成一个升温过程，然后关闭激光冷却至起始温度，完成一个降温过程，结果如图7中B所示，发现五个循环之间没有出现明显差异，表明制备的FDPC具有良好的光热稳定性。另外，根据图7中C中的升温冷却曲线，得到图7中D冷却时间与驱动温度的自然对数的相反数之间的关系，经线性拟合可知FDPC的热传递系数为171s，根据公式计算出其光热转换效率为46.2％。

分别配制pH＝7.4、pH＝6.5、含GSH且pH＝7.4和含GSH且pH＝6.5的四种PBS缓冲液，将制备的FDPC溶解于1mL上述四种PBS缓冲溶液，配置为Fe浓度为500μg/mL的溶液，再将其置于透析袋中，再将透析袋置于含有19mL上述四种不同缓冲溶液的容器中，置于37℃的恒温摇床中振荡。在不同的时间点吸取透析袋外液1mL，再向容器中补充对应的PBS缓冲溶液，1mL透析袋外液经王水消化后，由ICP-OES测试法测定Fe和Pt的含量。缓释结束后，绘制FDPC在不同条件下的药物释放曲线。如图8中A所示，在pH＝7.4时，Fe的累积释放量只有5.8％，而当GSH(10mM)存在时，Fe的累积释放量可以增加到6.3％，这是由于GSH加速了团簇的解离。在pH＝6.5时，Fe的累积释放量增加到11.9％，这是由于弱酸性条件下能够加速Fe₃O₄中Fe的释放；并且基于GSH对团簇的解离作用，在GSH存在的条件下，Fe的累积释放量上升至13.0％。从图8中B中可以看出，在pH＝7.4时，Pt的累积释放量只有11.5％，而在pH＝6.5时，Pt的累积释放量增加到27.6％，这是由于在酸性条件下，氢离子(H⁺)会与聚多巴胺表面的邻苯二酚羟基中氧原子的孤电子对相互作用，导致[Pt(H₂O)₂(NH₂)₂]²⁺脱离，实现Pt的酸响应释放；在此基础上，由于GSH的存在，Pt的累积释放量略微增加到29.3％，这得益于GSH改变甚至破坏了聚多巴胺的聚合状态。

实施例4

以4T1细胞为细胞模型来评价自由Pt、FDP、FDPC，以及激光参与下FDP和FDPC的细胞毒性。将4T1细胞按照1×10⁴个细胞每孔的密度接种在5块96孔板中，置于5％CO₂、37℃条件下孵育24h。然后将其中3块96孔板的培养基换成含有自由Pt、FDP、FDPC(Pt的浓度均设置为0μg/mL、1.3μg/mL、2.6μg/mL、5.2μg/mL、10.4μg/mL、20.8μg/mL)的培养基与细胞在5％CO₂、37℃条件下共培养4h，然后将培养基换成新DMEM培养基，继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h。其余2块96孔板细胞培养板的培养基分别换成含有FDP、FDPC(Pt的浓度均设置为0μg/mL、1.3μg/mL、2.6μg/mL、5.2μg/mL、10.4μg/mL、20.8μg/mL)的培养基与细胞在5％CO₂、37℃条件下共培养4h，然后其培养基换成新DMEM培养基，然后在808nm的激光下照射5min，继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h。对于5块96孔板的细胞培养板，用PBS洗三次，随后加入含10％(v/v)CCK-8(10μL)的DMEM培养基(100μL/孔)溶液，在培养箱继续培养4h。最后用酶标仪于波长为450nm处测试每孔的吸光度，以DMEM培养基处理的细胞作为空白对照，细胞活力标记为100％。CCK-8结果如图9所示，在相同的Pt浓度下，相比于自由Pt和FDP，FDPC表现出更强的细胞毒性，这是由于细胞膜具有靶向作用，能够增强细胞对纳米材料的摄取。同时，在相同Pt浓度下，相比于无808nm激光照射组(FDP和FDPC组)、FDP+NIR和FDPC+NIR实验组都表现出更强的细胞毒性，这得益于聚多巴胺良好的光热性能。综上所述，集光热治疗/化学动力治疗/化疗于一体的FDPC+NIR组对4T1细胞具有最强的杀伤作用。

实施例5

以4T1细胞为细胞模型来评价FDP、FDPC以及激光参与下FDP和FDPC对细胞内GSH含量的影响。将4T1细胞按照2×10⁵个细胞每孔的密度接种在3块6孔板中，置于5％CO₂、37℃条件下孵育24h。然后去除旧培养基，分别换成新DMEM培养基，含有FDP、FDPC(Fe的浓度均设置为50μg/mL)的培养基与细胞在5％CO₂、37℃条件下共培养4h，然后将培养基换成新DMEM培养基，每块6孔板的其中三个孔在808nm激光(1.0W/cm²)下照射5min，继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h。用PBS洗三次，随后用胰酶将细胞消化下来，1000rpm、5min离心后，用500μL PBS溶液重悬，再次离心收集细胞沉淀，使用GSH和GSSG检测试剂盒(购自碧云天生物技术公司)检测细胞内GSH水平。如图10中A所示，相比于PBS组，相同Fe浓度的FDP和FDPC处理的细胞GSH水平均发生了不同程度的降低，由于FDPC外围细胞膜的靶向作用，FDPC处理的细胞内GSH水平更低。相比于无激光照射组(FDP和FDPC)，在激光照射下，FDP+NIR和FDPC+NIR组细胞内的GSH水平都略微下降，这是由于热疗对ROS产生的促进作用，从而进一步消耗GSH，表明激光照射下FDPC对细胞内GSH的消耗最明显。

以4T1细胞为细胞模型来定量评价FDP、FDPC以及激光参与下FDP和FDPC对细胞内ROS含量的影响。将4T1细胞按照2×10⁵个细胞每孔的密度接种在3块6孔板中，置于5％CO₂、37℃条件下孵育24h。然后去除旧培养基，分别换成新DMEM培养基，含有FDP、FDPC(Fe的浓度均设置为50μg/mL)的培养基与细胞在5％CO₂、37℃条件下共培养4h，然后将培养基换成新DMEM培养基，每块6孔板的其中三个孔在808nm激光(1.0W/cm²)下照射5min，继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h。用PBS洗三次，在避光条件下，每孔加2μL DCFH-DA和2000μL DMEM培养基，在培养箱中孵育20min，孵育结束后用PBS清洗三次，然后用胰酶将细胞消化下来，1000转、5min收集细胞，用PBS重悬细胞，通过流式细胞仪检测细胞内ROS含量。如图10中B所示，相比于PBS组，相同Fe浓度的FDP和FDPC处理的细胞内ROS含量都有不同程度的提高，由于FDPC外围细胞膜的同源靶向作用，FDPC处理的细胞内ROS含量更高，是PBS组的1.9倍，而PBS+NIR组的ROS含量未出现明显变化，表明单独的近红外激光照射不会引起细胞内ROS的升高。相比于无激光照射组(FDP和FDPC)，在激光照射下，FDP+NIR和FDPC+NIR组细胞内的ROS含量更高，这得益于热疗促进了ROS的产生。

进一步以4T1细胞为细胞模型来定性评价FDP、FDPC以及激光参与下FDP和FDPC对细胞内ROS含量的影响。将4T1细胞按照1×10⁴个细胞每孔的密度接种在6个confocal皿中，置于5％CO₂、37℃条件下孵育24h。然后去除旧培养基，分别换成新DMEM培养基，含有FDP、FDPC(Fe的浓度均设置为50μg/mL)的培养基与细胞在5％CO₂、37℃条件下共培养4h，然后将培养基换成新DMEM培养基，其中3个confocal皿(DMEM培养基、FDP、FDPC)继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h，剩余3个confocal皿(DMEM培养基、FDP、FDPC)在808nm激光(1.0W/cm²)下照射5min，继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h，培养结束后用PBS清洗三次。在避光条件下，每孔加1μL ROS探针和1000μLDMEM培养基，在培养箱中孵育20min，孵育结束后用PBS清洗三次，然后用2.5％的戊二醛固定15min，固定后用DAPI染色5min，然后在油镜下观察细胞的绿色荧光信号。如图10中C所示，相比于PBS组，相同Fe浓度的FDP和FDPC处理的细胞都观察到不同强度的绿色荧光信号，由于FDPC包裹的细胞膜具有靶向特性，FDPC处理的细胞内绿色荧光信号更强，而PBS+NIR组未显示出明显ROS信号，表明单独的近红外激光照射不会引起细胞内ROS的升高。相比于无激光照射组(FDP和FDPC)，在激光照射下，FDP+NIR和FDPC+NIR组细胞内的绿色荧光信号更强，这同样得益于热疗对ROS产生的促进作用，证明了在激光照射下FDPC促进细胞内ROS的生成最明显。

实施例6

以4T1细胞为细胞模型来评价FDP、FDPC以及激光参与下FDP和FDPC对细胞内LPO含量的影响。将4T1细胞按照1×10⁴个细胞每孔的密度接种在6个confocal皿中，置于5％CO₂、37℃条件下孵育24h。然后去除旧培养基，分别换成新DMEM培养基，含有FDP、FDPC(Fe的浓度均设置为50μg/mL)的培养基与细胞在5％CO₂、37℃条件下共培养4h，然后将培养基换成新DMEM培养基，其中3个confocal皿(DMEM培养基，FDP，FDPC)继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h，剩余3个confocal皿(DMEM培养基、FDP、FDPC)在808nm激光(1.0W/cm²)下照射5min，继续在5％CO₂、37℃条件下共培养至24h，培养结束后用PBS清洗三次。在避光条件下，每孔加1μL C11 BODIPY探针和500μL DMEM培养基，在培养箱中孵育20min，孵育结束后用PBS清洗三次，然后用2.5％的戊二醛固定15min，固定后用DAPI染色5min，然后在油镜下观察细胞的红色和绿色荧光信号。如图11所示，探针显示红色荧光时，代表探针未被LPO氧化(Non-Oxidized C11 BODIPY)；探针显示绿色荧光时，代表探针被细胞内的LPO氧化(Oxidized C11 BODIPY)。相比于PBS组，FDP和FDPC处理的细胞的绿色荧光信号显著增强，而红色荧光信号显著降低，此外由于FDPC外围细胞膜的靶向作用，其绿色荧光信号更强，而PBS+NIR组未表现出明显LPO水平上升，表明单独的近红外激光照射不会引起细胞内LPO的升高。相比于无激光照射组(FDP和FDPC)，在激光照射下，FDP+NIR和FDPC+NIR组细胞内的绿色荧光信号更强，红色荧光信号更弱，这是由于光热治疗促进了ROS的产生，从而加剧了细胞内LPO水平的升高，证明了在近红外激光照射下FDPC导致细胞内LPO的水平最高。

实施例7

以4T1细胞为细胞模型来评价FDP、FDPC以及激光参与下FDP和FDPC对细胞凋亡的影响。将4T1细胞按照2×10⁵个细胞每孔的密度接种在3块6孔板中，置于5％CO₂、37℃条件下孵育24h。然后去除旧培养基，分别换成新DMEM培养基，含有FDP、FDPC(Fe的浓度均设置为50μg/mL)的培养基与细胞在5％CO₂、37℃条件下共培养4h，然后将培养基换成新DMEM培养基，每块6孔板的其中三个孔在808nm激光(1.0W/cm²)下照射5min，继续在5％CO₂、37℃条件下共培养2h。用PBS洗三次，然后用胰酶将细胞消化下来，1000转5min收集细胞，用PBS重悬细胞，在避光条件下，每管加入5μL Annexin V-FITC，室温下反应10min，再加入10μL PI染色液，室温下反应5min，通过流式细胞仪检测细胞凋亡情况。如图12所示，相比于PBS组，FDP和FDPC组的细胞凋亡率明显提高，此外由于FDPC外围细胞膜的靶向作用，FDPC组显示出更高的凋亡率，是FDP组凋亡率的4倍，而PBS+NIR组未表现出明显的差异，表明单独的近红外激光照射不会造成细胞凋亡。相比于无激光照射组(FDP和FDPC)，在激光照射下，FDP+NIR和FDPC+NIR组显示出更高的细胞凋亡率和细胞坏死率，这是由于光热治疗进一步促进了细胞的凋亡和坏死，表明光热治疗/化学动力治疗/化疗三模态联合治疗的抗肿瘤效果最好。

实施例8

体内热成像实验：在4-5周雌性裸鼠体内构建4T1皮下瘤模型，分别尾静脉注射100μLPBS和溶于100μL PBS的FDC和FDPC(Fe浓度为1mg/mL)，15min后用808nm近红外激光(1.0W/cm²)照射各组荷瘤小鼠的肿瘤部位，持续照射5min，用红外摄像仪记录肿瘤部位的升温情况，结果如图13所示。PBS作为空白对照组，在808nm近红外激光照射5min后，小鼠肿瘤部位的温度仅上升了1.9℃，这主要是由于生物体本身吸收激光辐射产生的少量热量造成的。相比于PBS组，由于聚多巴胺具有优异的光热转换效率，FDC和FDPC组小鼠肿瘤部位的温度分别上升了14.2和14.7℃，而且FDC和FDPC组之间未展现出显著差异。

实施例9

在4-5周雌性裸鼠体内构建4T1皮下瘤模型，分别尾静脉注射100μL Fe₃O₄ NPs、Fe₃O₄NCs和FDPC的PBS缓冲液(Fe浓度为1mg/mL)，通过核磁共振成像仪扫描荷瘤鼠在注射材料后不同时间点(0、15、30、45、75min)的肿瘤部位T₂和T₁ MRI，评价其T₂/T₁双模态MR造影效果(如图14)。如图14中A所示，由于Fe₃O₄ NPs缺乏靶向性和响应性，Fe₃O₄组的整个小鼠体内都观察到明显的T₂和T₁ MR信号，并且在不同的时间点(0、15、30、45、75min)未表现出动态T₂/T₁双模态MRI的特性。通过胱胺修饰得到的Fe₃O₄ NCs在尾静脉注射15min后，荷瘤小鼠肿瘤内部T₂ MR信号达到最低值，并随着时间的推移，T₂ MR信号强度逐渐上升(如图14中B)；在注射30min后，肿瘤部位明显变亮(如图14中A)，T₁ MR信号达到峰值(如图14中C)，说明肿瘤部位的高浓度GSH环境会使团簇结构的Fe₃O₄ NCs发生降解，从而实现肿瘤部位的动态T₂/T₁双模态MRI，但是由于缺乏靶向性，仍然可以在整个小鼠体内观察到明显的磁共振信号。由于FDPC包裹细胞膜的同源靶向特性，在尾静脉注射15min后，荷瘤小鼠肿瘤内部T₂ MR信号达到最低值，并且明显比同一时间点Fe₃O₄ NCs组小鼠肿瘤内部的T₂ MRI效果好(图14中A)，随着时间的推移，T₂ MR信号强度逐渐升高(如图14中B)；在注射30min后，可以观察到肿瘤部位明显变亮，T₁ MR信号达到峰值，且显著高于同一时间点Fe₃O₄ NCs组小鼠肿瘤内部的T₁MR信号(如图14中C)，进一步证明肿瘤部位的高浓度GSH会使二硫键断裂，促使团簇结构的FDPC发生降解，从而实现肿瘤部位的动态T₂/T₁双模态精准MRI。

实施例10

参见说明书附图15中B为联合治疗过程示意图。在裸鼠体内构建4T1皮下瘤模型，待肿瘤体积达到200mm³左右，将荷瘤裸鼠随机分为6组(PBS、Pt、FDC、FDPC、FDC+NIR、FDPC+NIR)，每组5只。其中4组分别尾静脉注射100μL的PBS、Pt、FDC和FDPC(Fe浓度为1mg/mL，对应的Pt浓度为208μg/mL)；剩余2组分别尾静脉注射100μL的FDC和FDPC(Fe浓度为1mg/mL)，并在15min后，用808nm近红外激光照射肿瘤部位5min(1.0W/cm²)，每4天治疗一次，一个疗程共治疗3次，治疗过程如图15中A所示。小鼠肿瘤体积和小鼠重量每2天测量一次，肿瘤体积以及相对肿瘤体积用下面的公式(1)和(2)分别计算。

肿瘤体积(V)＝a×b²/2 (1)

a和b分别代表肿瘤直径的最大值和最小值。

相对肿瘤体积＝V/V₀ (2)

V和V₀分别代表给药后的肿瘤体积和给药前的肿瘤体积。

3次治疗结束后至第14天，所有小鼠进行安乐死，然后取肿瘤组织分别进行H&E和TENEL染色。如图15中B和15中D所示，PBS对照组小鼠的肿瘤体积增大最多，细胞膜包裹的载药超小四氧化三铁纳米团簇联合光热治疗FDPC+NIR组肿瘤体积减小最大，表现出了最佳的治疗效果。如图15中C所示，在整个治疗过程Pt组小鼠的体重显著下降，说明Pt存在严重的毒副作用，而其它组小鼠的体重基本保持稳定，无明显变化，证明其它组材料均具有良好的生物相容性。如图15中E所示，通过H&E和TUNEL染色考察各治疗组小鼠肿瘤的坏死和凋亡情况，从图中看出FDPC+NIR组肿瘤组织的坏死和凋亡效果最明显，证明光热治疗/化学动力学治疗/化疗三模态联合治疗的效果最好。